SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.130 número8Anticuerpos a proteínas recombinantes Ro60 Kd, Ro52 Kd y La48 Kd, en el síndrome de Sjögren primario: Utilidad de la combinación de métodos analíticos para detectar anticuerpos anti Ro y anti LaPortación de Staphylococcus aureus enterotoxigénicos en manipuladores de alimentos índice de autoresíndice de materiabúsqueda de artículos
Home Pagelista alfabética de revistas  

Servicios Personalizados

Revista

Articulo

Indicadores

Links relacionados

Compartir


Revista médica de Chile

versión impresa ISSN 0034-9887

Rev. méd. Chile v.130 n.8 Santiago ago. 2002

http://dx.doi.org/10.4067/S0034-98872002000800002 

Rev Méd Chile 2002; 130: 850-858

Estudio clínico-genético molecular
de la fibrosis quística
en la V Región, Chile

Graciela Molina F1, Francisco J González R2, Ruth Cave C3,
Mónica Cornejo de L, Sara Navarro V4, Marcel Deglin M,
Aída Milinarsky T, Pilar Carvallo de SQ5

Clinical and molecular genetic study
of cystic fibrosis in the 5th Region
of Chile

Background: Cystic fibrosis (CF) is the most common autosomal recessive disease in Caucasian population. More than 900 mutations have been detected in the Cystic Fibrosis Transmembrane Regulator (CFTR) gene. The most common worldwide, is a deletion of phenylalanine 508 (∆F508). Aim: To analyze the presence of mutations ∆F508, G542X, N1303K, G551D, R553X and S549N in patients from the 5th Region of Chile, with a clinical diagnosis of CF. Patients and methods: We studied 17 non-related patients, presenting frequent respiratory tract infections, malabsorption and positive sweat tests, or meconial ileum. Serum immunoglobulins (IgG, IgA, IgM), and total, CD3+ and B-lymphocytes, were determined to discard the presence of an immune deficiency. The molecular study of the gene was performed by Polymerase Chain Reaction amplification and restriction analysis. Results: Immunological parameters were normal in all patients. The ∆F508 mutation was detected in 11 chromosomes and the mutation G542X in 3 chromosomes. Conclusions: The mutation G542X was the second most frequent mutation found in this sample of Chilean CF patients. Since this mutation has a high frequency in Spanish CF patients, we suggest that this mutation might have had its origin in Spain (Rev Méd Chile 2002; 130: 850-8).
(Key Words: Cystic fibrosis; Cystic fibrosis transmembrane conductance regulator; Mutation; Suppression, genetic)

Recibido el 23 de enero, 2002. Aceptado en versión corregida el 26 de junio, 2002.
Trabajo Financiado por Laboratorios Andrómaco a través de su concurso Apertus.
Laboratorio de Biología y Genética Molecular, Laboratorio de Inmunología,
Departamento de Pediatría. Escuela de Medicina, Universidad de Valparaíso.
Laboratorio de Genética Molecular Humana, Facultad de Ciencias Biológicas.
Pontificia Universidad Católica de Chile.
1 Médico, Doctor en Ciencias Biomédicas
2 Licenciado en Biología, Doctor en Ciencias, con mención en Biología Molecular
3 Químico Farmacéutico
4 Licenciada en Biología
5 Licenciada en Biología. Doctor en Ciencias, con mención en Biología

La Fibrosis Quística (FQ) es la más frecuente de las enfermedades autosómicas recesivas en poblaciones de origen caucásico. En los países con ese tipo de población, la incidencia de FQ es de 1:2.000 a 1:2.500 recién nacidos vivos1,2 y la frecuencia de portadores heterocigotos de la enfermedad es 1:253. Las características clínicas más relevantes de la FQ son: I) infecciones respiratorias recurrentes, que son por lo general la causa de consulta más frecuente y cuyas complicaciones le confieren el mal pronóstico4; II) síndrome de malabsorción5; III) elevación de la concentración de los electrolitos sodio y cloro en el sudor6,7; y IV) antecedentes familiares8. Estos son los cuatro pilares fundamentales del diagnóstico, aunque el segundo y cuarto punto pueden estar ausentes9. También se describen otras manifestaciones menores: íleo meconial, prolapso rectal, equivalentes de íleo meconial5; cirrosis biliar primaria10; pólipos nasales, hemoptisis4; diabetes11 y esterilidad masculina12. El diagnóstico de la FQ se realiza a través de la medición de electrolitos en sudor. Una concentración de cloro >60 mEq/L se considera como diagnóstico de la FQ13. Las infecciones respiratorias crónicas recurrentes también pueden ser causadas por inmunodeficiencia humoral primaria, por lo que la presencia de alteraciones inmunológicas en estos pacientes, debe ser evaluada14.

El gen responsable de la FQ fue aislado en 198915-17. Se encuentra en el brazo largo del cromosoma 7 en el sector denominado q31-q3218,19. Este gen codifica una proteína denominada CFTR (Cystic Fibrosis Transmembrane Regulator), proteína de 1480 aminoácidos cuya función es la regulación del tráfico de iones Cl-16. Esta proteína permite el equilibrio eléctrico de la membrana celular, y el movimiento osmótico del agua. Se ubica predominantemente en el polo apical de las células epiteliales de las vías aéreas y glándulas sudoríparas, y se encuentra distribuida en gran cantidad en el páncreas, intestino, testículos y conductos biliares intrahepáticos20. En este gen se han descrito hasta el momento más de 900 mutaciones21. La mutación ∆F508 (deleción de tres nucleótidos en el gen CFTR, y que determinan la pérdida de una Fenilalanina en la posición 508 de la proteína16) es la más frecuente y es responsable de más de 70% de los casos de FQ en poblaciones caucásicas22. Esta mutación está generalmente asociada a las formas más graves de la enfermedad23,24.

Sobre la base de la composición étnica de la población chilena (mezcla caucásico-amerindia), se ha estimado una incidencia de 1:4.000 recién nacidos vivos25. Si se considera esta incidencia, se espera que en Chile nazcan cerca de 50 niños con FQ cada año. Una parte importante del aporte genético caucásico de la población chilena, se compone de genes predominantemente sureuropeos. En Europa esta enfermedad ha sido particularmente bien estudiada22. La frecuencia de la mutación DF508 en el sur y el este europeo es más baja que en el norte y el oeste del continente26. La frecuencia de esta misma mutación en la población amerindia, aparentemente es muy baja. Trabajos realizados por Ríos et al27, detectaron en una población estudiada de Santiago (n=36) sólo dos mutaciones, ∆F508 y R553X con frecuencias alélicas de 29,2% y 4,2%, respectivamente. La mutación R553X es más frecuente en países como Alemania, Polonia, Bélgica e Inglaterra, que en España o Italia22. En otras poblaciones étnicamente similares a la chilena28,29, la mutación más frecuente es DF508, seguida por G542X.

Adicionalmente, en el exón 10 se encuentra descrito un polimorfismo en la posición 470, correspondiente a un cambio del codon para metionina por valina (M470V)30. La presencia de metionina en esa posición se ha asociado al hallazgo de mutaciones frecuentes y severas en CFTR31.

El objetivo de este trabajo es la búsqueda de seis mutaciones del gen CFTR (DF508, G542X, N1303K, R553X, G551D y S549N) y la determinación del genotipo del polimorfismo M470V, en una muestra de 17 pacientes no relacionados, con diagnóstico clínico concluyente o altamente sugerente de FQ. Se plantea la hipótesis que la mutación DF508 presentará una menor proporción en esta muestra de pacientes de la V Región, que el promedio observado en la población caucásica mundial. Además, se espera encontrar la mutación G542X, de alta frecuencia en la población española32 y otras poblaciones latinoamericanas28,29.

PACIENTES Y MÉTODOS

Pacientes. El estudio fue revisado y aprobado por el comité de ética de la Escuela de Medicina de la Universidad de Valparaíso, y en cada caso los pacientes o sus padres firmaron un consentimiento informado, previo a su inclusión en el estudio. Se estudiaron 17 pacientes, con un rango de edad desde recién nacido a 20 años. Todos ellos tenían un diagnóstico clínico concluyente o altamente sugerente de FQ y una elevación de la concentración de cloro en sudor compatible con este diagnóstico. Las características clínicas de los pacientes se resumen en la Tabla 1. La función pancreática suficiente o insuficiente se define sobre la base de la necesidad de uso de enzimas pancreáticas que requiere cada paciente. Los pacientes 13 y 14 son dos hermanos afectados de FQ. Los pacientes 15 al 18 son recién nacidos que debutaron con un íleo meconial. En el caso del paciente 18, se realizó el estudio genético molecular en sus padres, posterior al fallecimiento del menor.


Análisis inmunológico. La determinación de la concentración de inmunoglobulinas séricas (IgG, IgM e IgA), se efectuó por inmunodifusión radial (Beckman Coulter). El recuento total de linfocitos CD3+ se realizó mediante inmunofluorescencia indirecta, utilizando anticuerpos monoclonales anti CD3 (DAKO), y un segundo anticuerpo conjugado con FITC. El recuento total de linfocitos B se determinó mediante inmunofluorescencia directa con anticuerpos policlonales anti F(ab)2 conjugado con FITC (Kallestad).

Análisis genético molecular. El DNA genómico de los pacientes se obtuvo desde sangre total usando el método de Miller33. Las mutaciones R553X, G551D, S549N y el polimorfismo M470V se detectaron mediante la amplificación de los exones 10 (polimorfismo M470V) y 11 del gen CFTR (mutaciones R553X, G551D, S549N) por PCR con los partidores descritos por Zielenski et al34. Los productos obtenidos se digirieron con la enzima de restricción indicada en la Tabla 2. Las mutaciones DF508, G542X y N1303K, se detectaron mediante la amplificación por PCR de parte de los exones 10 (DF508), 11 (G542X) y 21 (N1303K), utilizando los partidores descritos por Friedman et al35. Estos partidores contienen cambios nucleotídicos específicos que crean un sitio de restricción alelo específico (Tabla 2).


Tabla 2. Amplificación y análisis de las mutaciones y polimorfoismo

La amplificación por PCR se efectuó en un volumen de 50 µl que contiene 200 ng de DNA, 300 ng de los partidores respectivos, 200 nM de cada desoxinucleótido trifosfato y 1,5 mM de MgCl2. Los tamaños de los productos de PCR y de los fragmentos obtenidos por análisis de restricción, en pares de bases (pb), se muestran en la Tabla 2. Estos fragmentos se resolvieron mediante electroforesis desnaturante en geles de poliacrilamida.

RESULTADOS

Análisis inmunológico. En los 14 pacientes estudiados se encontraron valores normales de inmunoglobulinas séricas, recuento de linfocitos totales, CD3+ y linfocitos B. Estos resultados se resumen en la Tabla 3.


Análisis genético molecular. Se detectó la mutación DF508 en 11 cromosomas, y la mutación G542X en 3 cromosomas (Figura 1). La electroforesis de la digestión enzimática que demuestra la presencia de la mutación DF508 en los pacientes, se puede observar en la Figura 2A. En los carriles 2, 3, 4, 7, 8, 10, 11, 15 y 18, se encuentra una banda de tamaño menor (216 pb) a la que se muestra en el control no digerido (Nd, 219 pb), correspondiente al alelo mutado. Los carriles 2, 3, 4, 7, 8, 15 y 18 presentan una banda de 202 pb, similar a la detectada al control de un individuo normal (N), y que es el producto de la digestión enzimática del alelo normal. De esta observación se puede deducir que los pacientes 2, 3, 4, 7, 8 y 15 son heterocigotos y los pacientes 10 y 11 son homocigotos para la mutación DF508. Uno de los padres del paciente 18 (carril 18) es portador de la mutación DF508.


Figura 1 A. Detección de la mutación DF508. Electroforesis denaturante de los fragmentos del exón 10 digeridos con la enzima Mbo I. B: Detección de la mutación G542X. Electroforesis denaturante de los fragmentos del exón 11 digeridos con la enzima BstO I. Nd, control no digerido; N, control normal digerido, carriles 1 al 17, pacientes 1 al 17; carriles 18 y 19, padres del paciente 18; pb, pares de bases.

En la Figura 2B se puede observar la electroforesis de los productos de la digestión enzimática que revela la presencia de la mutación G542X. En los carriles 1, 5 y 7 se observan dos bandas, 118 y 86 pb, la banda de 118 pb indica la presencia de esta mutación en uno de los cromosomas de estos pacientes. Los pacientes 1 y 5 son heterocigotos para esta mutación. En el paciente 7 se detectaron las mutaciones DF508 y G542X, por lo que correspondería a un heterocigoto compuesto DF508/G542X.

En este grupo de pacientes no se encontraron las mutaciones N1303K, R553X, G551D y S549N.

En la Tabla 4 se resumen los resultados del estudio genético molecular del gen CFTR. El análisis de estas mutaciones permitió identificar la mutación presente en 14 de los 34 cromosomas analizados.


El genotipo del polimorfismo M470V se determinó en los 17 pacientes y en los padres del paciente 18. No se observó una asociación entre un alelo particular de este polimorfismo y una mutación en particular (Tabla 4). Los pacientes homocigotos para la mutación DF508 (10 y 11), son además homocigotos para este polimorfismo y presentan diferentes alelos, V/V y M/M, respectivamente.

DISCUSIÓN

En este estudio se analizó la presencia de las mutaciones DF508, G542X, N1303K, R553X, G551D y S549N en 34 cromosomas de 17 pacientes no relacionados de la V Región. Se encontró la mutación DF508 en 11 cromosomas y la mutación G542X en 3 cromosomas, sin embargo las mutaciones N1303K, R553X, G551D y S549N no se detectaron. Uno de los pacientes (FQ 7) es un heterocigoto compuesto para las mutaciones DF508 y G542X.

En aquellos pacientes en los cuales las infecciones respiratorias destacaban dentro del cuadro clínico, se cuantificaron las concentraciones de las inmunoglobulinas séricas y los recuentos de linfocitos totales CD3+ y B. Todas las determinaciones inmunológicas realizadas en estos pacientes se encontraban en rangos normales, por lo que se descarta la presencia de una inmunodeficiencia humoral primaria como causa de las infecciones respiratorias recurrentes.

Las mutaciones en estudio están asociadas con las formas clínicas más severas de FQ, que corresponden a la presentación más frecuente dentro de nuestro grupo de estudio y que coinciden con las manifestaciones clínicas detectadas en el estudio de Aspillaga et al36. La mayoría de los pacientes en que se detectaron mutaciones son portadores de insuficiencia pancreática. No se detectó ninguna mutación en aquellos pacientes con un cuadro clínico menos severo y que son suficientes pancreáticos. Los pacientes 15 al 18, presentaron un íleo meconial como una probable manifestación precoz de FQ. En el paciente 15 en que se demostró la presencia de la mutación DF508, el diagnóstico de FQ se demostró posteriormente (prueba del sudor alterado). El análisis del genotipo de los padres del paciente 18 permitió determinar que uno de ellos es portador de la mutación DF508.

El polimorfismo M470V se encuentra al igual que la mutación DF508 en el exón 10 del gen de CFTR, por lo que puede ser usado para determinar la presencia de asociación alélica, debido a un efecto fundador o secundaria a mezcla genética como la que se observa en la población chilena. Además, se ha encontrado en otras poblaciones una asociación entre la presencia de metionina en esa posición y una mayor frecuencia de detección de mutaciones severas en CFTR31. Sin embargo, en el grupo de pacientes estudiados, no se encontró una asociación entre un genotipo en particular y la presencia de las mutaciones. La observación que dos homocigotos para la mutación DF508 sean además homocigotos para dicho polimorfismo, pero para diferentes alelos, señala que en esta población de pacientes probablemente existen dos versiones de cromosoma 7 con esta mutación.

Este estudio, junto al de Repetto et al37, describen la presencia de la mutación G542X en una muestra de la población chilena. En estos trabajos se describe como la segunda mutación más frecuente encontrada en los pacientes portadores de FQ de la población estudiada36. Estudios realizados en la población española30 encontraron esta mutación en 8% de los cromosomas de los pacientes portadores de FQ, y, sobre la base de esta información y de acuerdo a la mezcla étnica que dio origen a la población chilena, se puede plantear que los cromosomas que portan esta mutación son de ascendencia española.

Las mutaciones estudiadas en este trabajo son las más frecuentes en el mundo22, y las más frecuentemente detectadas en poblaciones de origen étnico similar a la población chilena28,29, por ello es que inicialmente fueron estudiadas en este grupo de pacientes. Sin embargo, el porcentaje de detección alcanzó a 41% de los cromosomas estudiados, muy diferente a la frecuencia de estas mutaciones en el norte europeo (80,2%)22 y comparable con los países del sur europeo (50%)26 y poblaciones hispanoamericanas (México 40,72%, Argentina 57%)28,29.

En esta línea de investigación proyectamos identificar las mutaciones que están presentes en los cromosomas faltantes. Es probable que entre ellas se encuentren nuevas mutaciones, propias de la población amerindia, o generadas "de novo" en la población chilena. Como última etapa, se pretende obtener un método de diagnóstico genético-molecular para la detección de FQ, adaptado a los componentes étnicos de la población chilena, y particularmente de la V Región.

REFERENCIAS

1. Mathews L, Drotar D. Cystic fibrosis, a challenging long-term chronic disease. Pediatr Clin North Am 1984; 31: 133-53.         [ Links ]

2. Welsh NJ, L-Tsui L, Boat TF, Beaudet AL. Cystic fibrosis. In Scriver CR, Beaudet Al, Sly WS, Valle D, eds. The metabolic and molecular bases of inherited diseases. New York, NY: Mc Graw-Hill 1995; 3799-876.         [ Links ]

3. Rosenstein BJ, Langbaum TS. Diagnosis in cystic fibrosis. Taussig LM, eds. New York, Thieme-Stratton, Inc, 1984; 87-114.         [ Links ]

4. Hodson ME, Warner JO. Cystic fibrosis: respiratory problems and their treatment. Br Med Bull 1992; 48: 931-48.         [ Links ]

5. Littlewood JM. Cystic fibrosis: gastrointestinal complications. Br Med Bull 1992; 48: 847-59.         [ Links ]

6. Di Saint'Agnese PA, Darling RC, Perera GA, Shea E. Abnormal electrolyte composition of sweat in cystic fibrosis of the pancreas, its clinical significance and relationship to the disease. Pediatrics 1953 12: 549-63.         [ Links ]

7. Gibson LE, Cooke RE. Test for the concentration of electrolytes in cystic fibrosis of the pancreas utilizing pilocarpine by iontophoresis. Pediatrics 1959; 24: 545-9.         [ Links ]

8. Lowe CU, May CD, Reed SC. Fibrosis of the pancreas in infants and children: a statistical study of clinical and hereditary features. Am J Dis Child 1949; 78: 349-74.         [ Links ]

9. Strong TV, Smit LS, Turpin SV, Cole JL, Hon CT, Markiewicz D et al. Cystic fibrosis gene mutation in two sisters with mild disease and normal sweat electrolyte levels. N Engl J Med 1991; 325: 1630-4.         [ Links ]

10. Williams SG, Westaby D, Tanner MS, Mowat AP. Liver and biliary problems in cystic fibrosis. Br Med Bull 1992; 48: 877-92.         [ Links ]

11. Caiger P, Frost GJ, Bruce LE, Wilson SG. Cystic fibrosis and diabetes mellitus. Arch Dis Child 1987; 62: 101-2.         [ Links ]

12. Anguiano A, Oates RD, Amos JA, Dean M, Gerrard B, Maher TA et al. Congenital bilateral absence of the vas deferens. A primarily genital form of cystic fibrosis. JAMA 1992; 267: 1794-7.         [ Links ]

13. Shwachmann H, Mahmoodian A. Quality of sweat test performance in the diagnosis of cystic fibrosis. Clin Chem 1979; 25: 158-61.         [ Links ]

14. Report of an IUIS Scientific Committee. Primary Immunodeficiency Diseases. Clin Exp Immunol 1999; 118 (Suppl 1): 1-28.         [ Links ]

15. Rommens JM, Iannuzzi MC, Kerem BS, Drumm ML, Melmer G, Dean M et al. Identification of the cystic fibrosis gene: Chromosome walking and jumping. Science 1989; 245: 1059-65.         [ Links ]

16. Riordan JR, Rommens JM, Kerem BS, Alon N, Rozmahel R, Grzelczak Z et al. Identification of the cystic fibrosis gene: Cloning and characterization of complementary DNA. Science 1989; 245: 1066-73.         [ Links ]

17. Kerem BS, Rommens JM, Buchanan JA, Markevitz D, Cox TK, Chakravarti A et al. Identification of the cystic fibrosis gene: Genetics analysis. Science 1989; 245: 1073-80.         [ Links ]

18. Beaudet A, Bowcock A, Buchwald M, Cavalli-Sforza L, Farral M, King MC et al. Linkage of cystic fibrosis to two tighly linked DNA markers: Joint report from a collaborative study. Am J Hum Genet 1986; 39: 681-93.         [ Links ]

19. Lathrop J, Farrall M, O'Conell P, Wainwright B, Leppert N, Nakamura Y et al. Refined linkage map of chromosome 7 in the region of cystic fibrosis gene. Am J Hum Genet 1988; 42: 38-44.         [ Links ]

20. Higgins CF. Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR). Br Med Bull 1992; 48: 754-6.         [ Links ]

21. Cystic Fibrosis Genetic Analysis Consortium. CFTR Mutation data. 2000. http://www. genet.sickkids.on.ca/cftr/        [ Links ]

22. Cystic Fibrosis Genetics Analysis Consortium. Population variation of common cystic fibrosis mutations. Hum Mutat 1994; 4: 167-77.         [ Links ]

23. Kerem E, Corey M, Kerem BS, Rommens J, Markievicz D, Levinson H et al. The relation between genotype and phenotype in cystic fibrosis. Analysis of the most common mutations (delta F508). N Engl J Med 1990; 323: 1517-22.         [ Links ]

24. Borgo G, Mastella G, Gasparini P, Zorzanello A, Doro R, Pignatti PF. Pancreatic function and gene deletion delta F508 in cystic fibrosis. J Med Genet 1990; 27: 665-9.         [ Links ]

25. Valenzuela CY. Genética de la Fibrosis Quística. Rev Pediatría 1988; 31: 218-9.         [ Links ]

26. Estivill X, Bancells C, Ramos C. Geografic distribution and regional origin of 272 cystic fibrosis mutation in European populations. The Biomed CF Mutation Analysis Consortium. Hum Mutat 1997; 10: 135-54.         [ Links ]

27. Ríos J, Orellana O, Aspillaga M, Avendaño I, Largo I, Riveros N. CFTR mutations in Chilean cystic fibrosis patients. Hum Genet 1994; 94: 291-4.         [ Links ]

28. Chertkoff L, Visich A, Bienvenu T, Grenoville M, Segal E, Carniglia L, Kaplan JC, Barreiro. Spectrum of CFTR mutations in Argentine cystic fibrosis patients. Clin Genet 1997; 51: 43-7.         [ Links ]

29. Orozco L, Velázquez R, Zielenski J, Tsui L, Chávez M, Lezana JL et al. Spectrum of CFTR mutations in Mexican cystic fibrosis patients: identification of five novel mutations (W1098C, 846delT, P750L, 4160insGGGG and 297-1G->A). Human Genetics online, 2000.         [ Links ]

30. Kerem B, Zielenski J, Markiewicz D, Bozon D, Gazit E, Yahaf J et al. Identification of mutations in regions corresponding to the 2 putative nucleotide (ATP)-binding folds of the cystic fibrosis genes. Proc Natl Acad Sci USA 1990; 87: 8447-51.         [ Links ]

31. Cuppens H, Teng H, Raeymackers P, De Boeck C, Cassiman JJ. CFTR haplotype backgrounds on normal and mutant CFTR gene. Hum Mol Genet 1994; 3: 607-14.         [ Links ]

32. Chillon M, Casals T, Giménez J, Núnes V, Estivill X. Analysis of the CFTR gene in Spanish population: SSCP-screening for 60 known mutations and identification of four new mutations. Hum Mutat 1994; 3: 223-30.         [ Links ]

33. Miller SA, Dykes DD, Polesky HF. A simple salting out procedure for extracting DNA from human nucleated cells. Nucleic Acids Res 1988; 16: 1215.         [ Links ]

34. Zielenski J, Rozmahel R, Bozon D, Kerem B, Grzelczak Z, Riordan JR et al. Genomic DNA sequence of the Cystic Fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) gene. Genomics 1991; 10: 214-28.         [ Links ]

35. Friedman KJ, Highsmith E, Silverman LM. Detecting multiple cystic fibrosis mutations by polymerase chain reaction-mediated site-directed mutagenesis. Clin Chem 1991; 37: 753-5.         [ Links ]

36. Aspillaga M, Avendaño I, Largo I, Valenzuela C, Riveros N, Orellana O et al. Estudio genético molecular de la fibrosis quística en la población chilena. Relación con su expresión clínica. Rev Méd Chile 1993; 121: 1233-9.         [ Links ]

37. Reppetto G, Poggi H, Harris P, Navarro H, Sánchez I, Guiraldes E et al. Identificación de mutaciones en el gen CFTR en pacientes chilenos con fibrosis quística. Rev Méd Chile 2001; 129: 841-7.         [ Links ]

Agradecimientos

Se agradece a los doctores Viviana Lezana y Carlos Quilodrán por la referencia e información de sus pacientes, a los dueños y ejecutivos de FERMELO Biotec, BIOS Chile y SUDELAB por los préstamos y donaciones recibidas. En especial se agradece al Dr. Felipe Figueroa del Instituto Max Planck de Tübingen (Alemania) por la donación de los partidores utilizados en este trabajo.


Correspondencia a: Dra. Graciela Molina F. Laboratorio de Biología y Genética Molecular. Escuela de Medicina Universidad de Valparíso, Hontaneda 2653. Casilla 92-V. Valparaíso. Fono: 56-32-507368; Fax: 56-32-507360.Correo electrónico: graciela.molina@uv.cl

Creative Commons License Todo el contenido de esta revista, excepto dónde está identificado, está bajo una Licencia Creative Commons