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Parasitología al día

versão impressa ISSN 0716-0720

Parasitol. día v.24 n.3-4 Santiago jul. 2000

http://dx.doi.org/10.4067/S0716-07202000000300012 

Informe técnico de un comité de expertos*
Normas para evaluar medicamentos en parasitosis del
tubo digestivo y anexos del hombre

MIEMBROS DEL COMITE DE EXPERTOS DE LA FEDERACION LATINO-AMERICANA DE
PARASITOLOGOS (FLAP)*

TECHNICAL REPORT FROM AN EXPERT COMMITTEE: STANDARDS FOR DRUG
EVALUATION AGAINST GASTROINTESTINAL PARASITES IN MEN

INTRODUCCION Y OBJETIVOS

Los estudios tendientes a evaluar la eficacia de nuevas drogas, hechos por diferentes grupos de investigadores, no son siempre comparables y en ocasiones presentan resultados discordantes. Ello podría ser imputable, por lo menos en parte, a los diferentes modelos de investigación y al uso de distintas técnicas de laboratorio.

Ante la falta de uniformidad en los procedimientos de evaluación de nuevas drogas antiparasitarias, la Federación Latino-Americana de Parasitólos (FLAP) consideró importante realizar una reunión oficial de un Comité de Expertos, en Cartagena de Indias, Colombia, los días 22 y 23 de agosto del presente año.


 REQUISITOS PARA EL ENSAYO
CLINICO DE UNA NUEVA DROGA

Antes de proceder al ensayo clínico de un nuevo medicamento, deberá contarse con información científica obtenida mediante diversos estudios pre-clínicos, según el listado siguiente:

1.- Estudios físico-químicos

Los laboratorios que sinteticen una nueva droga proporcionarán al médico investigador la información básica. Es necesario definir el nuevo producto para que se puedan preparar nuevos lotes iguales a la sustancia sometida al ensayo biológico. Se debe conocer: el nombre genérico, sus fórmulas molecular y estructural, las características organolépticas y físicas y métodos de cuantificación química.

Después de hacer las preparaciones farmacéuticas definitivas, debe determinarse su estabilidad en diferentes condiciones de almacenamiento.

2.- Efectos antiparasitarios

La nueva droga deberá haber demostrado suficiente acción antiparasitaria, a través de investigaciones realizadas in vitro e in vivo.

2.1. Ensayo in vitro:

Anteriormente se usaban vermes o protozoos de vida libre, que se ponían en contacto con diferentes diluciones de la droga en estudio. Se consideraban datos orientadores las modificaciones de motilidad, parálisis o muerte. En la actualidad se prefiere usar, en caso de helmintos, las propias especies parásitas del hombre, mantenidas vivas fuera de su huésped y estudiar su comportamiento en presencia del medicamento en estudio, mediante las pruebas de Lamsonm-Brown, Kerr-Cavett, etc. Para los protozoarios se recurre a las especies parásitas humanas, cultivadas en el laboratorio, en las cuales se observan las modificaciones que induce la droga sobre ellos.

2.2. Ensayos in vivo:

Las modificaciones químicas producidas en los medicamento al ser ingeridos, su mayor o menor grado de absorción y otros factores, pueden determinar que la acción antiparasitaria detectada in vitro persista, disminuya o desaparezca. Por ello es imprescindible pasar siempre a estudios in vivo en animales infectados experimentalmente con parásitos humanos o en animales infectados con especies parasitarias afines.

Mediante éstos y otros métodos experimentales, debe tratarse de esclarecer el mecanismo de acción sobre los parásitos.

3. Toxicología

3.1. Toxicidad aguda: La dosis letal media (LD 50), se debe determinar en grupos de animales, con períodos cortos de observación postratamiento. Debe realizarse, al menos, en tres especies de animales de laboratorio, y las observaciones deben registrar los fenómenos colaterales. La necropsia de estos animales puede señalar importantes datos.

3.2. Toxicidad subaguda: el fármaco debe ser administrado en varias especies de animales, por varios días y a diferentes dosis, mayores de las entimadas para usar en el hombre. Las observaciones habrán de buscar manifestaciones tales como hipersensibilidad, discrasias sanguíneas, efectos hepatotóxicos, nefrotóxicos, neurotóxicos, etc.

3.3. Toxicidad crónica: Estos estudios se realizan administrando el medicamento a varias especies animales por tiempo prolongado, para evaluar la parición de fenómenos tóxicos u otros efectos indeseables.

3.4. Efectos sobre la reproducción: mediante estudios controlados, se valora el efecto del medicamento sobre la fertilidad, embarazo, y la posible producción de anomalías teratológicas. Esto se realiza en varias especies de animales administrando la droga a diversas dosis antes y durante el embarazo.

3.5. Mutagenicidad y carcinogenia: Se valora por diversos procedimientos estandarizados, usando microorganismos en experimentos de corta duración y mamíferos en experimentos de larga duración.

4. Indice terapéutico.

Esta es la relación existente entre la dosis letal media y la dosis efectiva media; ambas fueron determinadas por los estudios descritos antes e informa sobre el margen de seguridad, que debe ser mayor de 100. Para el investigador clínico es de capital interés el conocimiento de este índice desarrollado en animales, porque es la base para cambiar la dosis terapéutica recomendada, en caso de ser necesario.

5. Estudios farmacodinámicos

5.1. Absorción: Esta característica del medicamento determina la vía de administración y la presentación farmacéutica de la droga. Por preferirse la vía de administración oral, se estudia si existe alguna modificación con la ingestión de alimentos, peristaltismo intestinal, dieta, etc. Así mismo, se determina el sitio de absorción, si es que el fármaco se absorbe y se hacen estudios histopatológicos, con la finalidad de determinar la integridad de la mucosa intestinal.

Consecutivamente se determina la velocidad de absorción y el porcentaje de absorción en relación con la formulación y la ingestión de alimentos. El marcado radioactivo es esencial para obtener valoraciones adecuadas. Inicialmente los estudios se hacen en diferentes animales y posteriormente en personas voluntarias sin parasitosis intestinales.

5.2 Distribución: Si el medicamento es absorbible, se mide su distribución orgánica particularmente en el sitio final de acción. Se averigua, mediante estudios adecuados, si hay combinación con las proteínas plasmáticas, concetración en la grasa corporal, penetración de la barrera hematoencefálica y paso transplancentario y a la leche materna.

5.3 Metabolismo: El modo como se metaboliza el medicamento y la curva de desaparición de la droga cuando es absorbida, son partes importantes en los estudios preclínicos de los nuevos medicamentos. Debe definirse su degradación, acumulación y forma de eliminación. Debe expresarse muy bien el cambio por unidad de tiempo en función de la concentración de la droga. En base a lo anteriormente expresado, se determina el tiempo medio de vida biológica de la droga, sobre el cual se decidirá la frecuencia de su administración. La vida media de la droga repercute sobre los efectos colaterales y la utilidad del compuesto.

5.4 Excreción: La mayoría de los fármacos se eliminan por vía renal, tracto biliar y materias fecales, aunque exiten otras vías de excreción, las cuales deben definirse para cada medicamento. Generalmente se emplean técnicas con radioisótopos en períodos homogéneos hasta completar 72 o más horas, y se relacionan los resultados con el nivel de droga en sangre, para establecer la relación entre absorción, nivel sanguíneo y eliminación.

EVALUACION DE EFECTOS
TERAPEUTICOS

La evaluación clínica de un nuevo medicamento se realiza en 4 fases. A continuación describimos estas fases en relación a los antiparasitarios intestinales.

Fase I: El investigador responsable debe ser un farmacólogo clínico. Se emplean voluntarios humanos sanos, no parasitados, los cuales deben ser hospitalizados. Los objetivos son el llegar a determinar las dosis simples y totales, el estudio de posible toxicidad, los efectos colaterales y la farmacodinamia en la especie humana. La toxicidad de la droga se deberá valorar mediante pruebas objetivas en parámetros hemáticos, hepáticos, nefrológicos, neurológicos, cardiovasculares, digestivos etc.

Se deberá llevar un registro cuidadoso de fenómenos colaterales y de la tolerancia, como náuseas, vómitos, diarrea, vértigo, rash y otros. Además, se procederá a efectuar estudios bioquímicos para investigar las funciones hemáticas, urinarias y metábolicas. Para una mejor evaluación de los efectos colaterales, es recomendable el uso de placebos, utilizando el método doble ciego.

La planificación, ejecución y resultados deben someterse a un riguroso análisis estadístico.

Fase II: El investigador principal debe tener experiencia con sólida formación en parasito-logía clínica. Se emplean pacientes en los cuales se ha comprobado la infección parasitaria, en un número mínimo estadísticamente significativo por cada grupo de dosis y parasitosis, los cuales pueden ser hospitalizados o controlados estrechamente si fueren ambulatorios.

El grupo en estudio debe tener una cierta uniformidad en cuanto a la severidad del parasitismo la edad y género. Se preferirán en los primeros ensayos a los adultos, salvo si se trata de afecciones con marcada prevalencia en niños.

En esta etapa se ajustaran las dosis preestablecidas en la fase anterior y se determinará la dosis diaria, la frecuencia de administración en 24 horas y la duración del tratamiento. Los exámenes complementarios se harán de acuerdo a los resultados obtenidos en la fase I. Se debe comparar los resultados de la droga con los obtenidos en estudio con placebos. La finalidad en esta etapa es ayudar a evaluar el efecto terapéutico del medicamento en estudio. El uso de placebos está contraindicado en casos de padecimientos que ponen en peligro la vida. Puede ocurrir que el uso de placebos esté reglamentado por leyes sanitarias nacionales. Es de utilidad la comparación del nuevo medicamento con drogas cuya eficiencia terapéutica ya ha sido probada en la parasitosis bajo estudio. Estos casos se deben efectuar con los métodos de doble ciego.

No se debe emprender el estudio terapéutico en pacientes que hubieran recibido algún tratamiento antiparasitario en los últimos 2 meses.

Durante el estudio no se debe administrar ningún otro medicamento a los pacientes. Si esto fuera necesario, debido a otras circunstancias clínicas, el caso será excluido de la investigación.

Fase III: Esta fase también debe ser dirigida por un investigador experimentado. El grupo en estudio estará constituido por pacientes ambulatorios en número igual o mayor que en la fase II, los cuales serán tratados con las dosis sugeridas por los ensayos previos. En esta fase las investigaciones deben realizares en diversas áreas geográficas.

El control de exámenes bioquímicos complementarios se puede limitar de acuerdo a los resultados obtenidos previamente, puesto que ya se tiene información sobre la ausencia de toxicidad del medicamento en estudio.

En esta fase es recomendable la comparación de resultados con medicamentos de eficacia conocida sobre la parasitosis estudiada.

Fase IV: Una vez probado el nuevo medicamento como efectivo y no tóxico, si se prevé su utilización en mayor escala, se podrán efectuar otros estudios clínicos, mediante planes de investigación que incluyan un mayor número de pacientes.

Esta fase puede ser realizada por un grupo grande de investigadores médicos y tiene como principal meta la valoración de diferencias geográficas, frecuentemente observadas en las enfermedades parasitarias.

Asimismo, se deben realizar estudios de campo para fines de control epidemiológico. Estos deberán ser hechos bajo la dirección de investigadores expertos calificados, pues aquí es importante tener un amplio conocimiento de la biología y de la ecología de las parasitosis.

PROCEDIMIENTOS ESPECIFICOS
METODO GENERAL

- Protocolo clínico. Destacando los criterios de inclusión y exclusión de los casos.

- Revisión por comité de ética médica.

- Consentimiento de los pacientes.

- Aplicación de métodos de reconocida experiencia.

1.- AMEBIASIS

1.1. Selección de pacientes.

Comprobación del parásito en examen de heces utilizando métodos directos y/o de concentración para pesquisa de quistes (Faust, Ritchie modificado).

1.2. Para la observación de trofozoítos se debe utilizar fijadores especiales PVA, PAF, SAF, y observar con técnicas directas más coloración con hematoxilina ferrica o tinción tricromica.

1.3. En recomendable la utilización de métodos inmunológicos o moleculares que permitan diferenciar Entamoeba histolytica de Entamoeba dispar.

1.4. Control de curación con tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos con las técnicas ya mencionada a partir del séptimo día del termino de la terapia.

2.- GIARDIOSIS

2.1. Selección de pacientes.

Comprobación del parásito en examen de heces utilizando métodos directos y/o de concentración para pesquisa de quistes (Faust, Ritchie modificado).

2.2. Para la observación de trofozoítos se debe utilizar fijadores especiales PVA, PAF, SAF, y observar con técnicas directas más coloración con hematoxilina ferrica o tinción tricromica.

2.3. Control de curación con tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos con las técnicas ya descritas a partir del séptimo día del termino de la terapia.

3.- CRYPTOSPORIDIOSIS

3.1. Comprobación de la infección por métodos directos o de flotación más coloración específica con Ziehl Neelsen modificado o Kinyoun o auraminarodamina o por métodos inmunológicos.

3.2. Control de curación: Tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos después del séptimo día de finalizado el tratamiento.

4.- ISOSPOROSIS

4.1. Selección de pacientes por métodos directos o de flotación y coloración específica con Ziehl Neelsen modificado o Kinyoun o auramina-rodamina.

4.2. Control de curación mediante tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos después del séptimo día del termino de la terapia.

5.- CYCLOSPOROSIS

5.1. Selección de pacientes por métodos directos o de flotación y coloración con Ziehl Neelsen o safranina modificada, utilizando un microscopio con micrómetro para distinguirla de Cryptosporidium sp.

5.2. Control de curación con tres exámenes parasitológicos de deposiciones en días alternos después del séptimo día de finalizada la terapia.

6.- MICROSPORIDIOSIS

6.1. Selección de pacientes mediante la comprobación del parásito con coloración chromotropa modificada (Weber).

6.2. Control de curación por intermedio de tres exámenes parasitológicos de deposiciones en días alternos después del séptimo día de finalizada la terapia.

7.- BLASTOCYSTOSIS

7.1. Confirmación de los casos con métodos directos o de concentración más coloración con tinción tricromica o giemsa o tionina.

7.2. Control de curación mediante tres exámenes parasitológicos de deposiciones en días alternos después del séptimo día de finalizada la terapia.

8.- BALANTIDIOSIS

8.1. Selección del paciente a través de exámenes parasitológicos de heces con técnicas directa o de concentración.

8.2. Control de curación con tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos a partir del séptimo día post-terapia.

9.- TENIASIS (Se incluye infección por Taenia saginata y Taenia solium)

9.1. Selección de pacientes a través de la identificación de proglótidas expulsadas por la persona y/o detección de coproantígenos.

9.2. Control de la terapia: comprobación de la eliminación del escolex mediante tamizado de heces dentro de las 72 horas siguientes al tratamiento. Si no se observa el escolex el paciente deberá estar atento a la eliminación de progló-tidas durante tres meses. Al termino de los cuales se efectuará tamizage de las heces para pesquisa de proglótidas y/o detección de coproantigenos.

10.- HYMENOLEPIOSIS

10.1. Selección de los casos mediante técnicas de concentración (Faust).

10.2. Control de la terapia: tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos a partir del décimo día post-terapia.

11. DIFILOBOTRIOSIS (por Diphylobo-thrium latum y D. pacificum)

11.1. Selección de los pacientes a través de exámenes parasitológicos de heces con técnicas de concentración. (Faust).

11.2. Control del tratamiento: tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos después de 30 días de finalizada la terapia.

12. ESQUISTOSOMIOSIS (por Schistoso-ma mansoni)

12.1. Selección de los pacientes. La infección debe ser comprobada parasitológicamente y cuantificada a través del método de Kato Katz en tres muestras de días consecutivos, a cada una de las cuales se le hacen dos recuentos. Se deben preferir pacientes con infecciones de mediana y gran intensidad (un mínimo de 100 huevos por gramos de heces). Los pacientes en estudio no deberán entrar en contacto con focos de infección después del tratamiento, al menos hasta el último examen de control. Por lo tanto se deben preferir grupos de pacientes residentes en internados, cuarteles o en zonas no endémicas.

12.2. Control post-terapéutico:

Control a corto plazo: examen parasitológico de heces por el método cuantitativo de Kato Katz a los 30 días de finalizado el tratamiento.

Control tardío: por lo menos tres muestras de heces en días alternados o a cada una de las cuales se le hacen dos recuentos en el 4to. mes post tratamiento.

13. FASCIOLOSIS

13.1. Selección de los pacientes:

a) La infección por Fasciola hepatica debe ser comprobada parasitológicamente y cuantificada a través del método de Kato Katz en tres muestras de días más o menos consecutivos, a cada una de las cuales se le hacen dos recuentos. El paciente no debe haber ingerido hígado crudo en los dos días previos al examen.

b) Se debe preferir pacientes con infecciones de mediana y gran intensidad (un mínimo de 100 huevos por gramos de heces).

c) Los pacientes en estudio no deben ingerir ningún tipo de vegetal dulce acuático (berros, totorillas, etc) ni beber agua de origen natural (manantial, riachuelo, etc.) ni ingerir hígado crudo después del tratamiento, al menos hasta el último examen de control.

d) Dada la reconocida capacidad de F. hepatica de incrementar la patogeneidad de otras especies parasitas, coinfectando al mismo paciente, se recomienda efectuar un diagnóstico parasitológico completo de todas las especies parasitas.

13.2. Control post-terapéutico

Examen parasitológico de heces por el método cuantitativo de Kato Katz a los 5, 10, 20, 30, 60, 90 y 120 días después del tratamiento (cada uno de estos exámenes consistirá en tres muestras, a cada una de las cuales se le hacen dos recuentos). A las muestras de heces tomadas en esas fechas se les aplicará además alguna técnica de concentración como por ejemplo sedimentación. Es conveniente hacer un seguimiento del descenso de la eosinofilia.

Observaciones: Es conveniente contar con un microscopio calibrado para la medición de los huevos que habitualmente en humanos fluctúa entre los rangos 110-150/60-90 µm de longitud/anchura, sobre todo en zonas geográficas donde exista D. pacificum

14. ASCARIOSIS-TRICOCEFALOSIS

14.1. Selección de los casos. Examen parasitológico de heces con técnica de Kato Katz para evaluar la carga parasitaria.

14.2. Control de curación: tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos a partir del 15 día después de finalizada la terapia.

15. OXIURIOSIS O ENTEROBIASIS

15.1. Selección de los pacientes a través de la técnica de Graham (cinta adhesiva de celofán). Para mayor precisión diagnostica, además de las indicaciones previas, realizar tres exámenes en días seguidos.

15.2. Control de curación: Se debe efectuar con técnica de Graham un examen diario por siete días a partir de una semana después de finalizada la terapia.

16.- UNCINARIOSIS

16.1. Selección de los pacientes a través de exámenes de deposiciones mediante técnica de flotación o Willis y evaluación de la carga parasitaria mediante técnica de Stoll o de Kato Katz

Observaciones: Si se utiliza el método de Kato Katz la observación deberá efectuarse hasta un máximo de 4 horas después de aplicado.

16.2. Control de curación: tres exámenes parasitológicos de heces en días alternos con las técnicas ya descritas a partir de los 15 días después de finalizada la terapia.

17. ESTRONGILOIDOSIS

17.1. Selección de los pacientes a través de exámenes parasitológicos de heces que no deben ser refrigeradas mediante técnica de Baerman Morais.

17.2. Control de la curación: tres exámenes parasitológicos en días alternos a partir de los 21 días después de finalizada la

*WERNER APT. Profesor Titular de Parasitología. Facultad de Medicina de la Universidad de Chile. Santiago-Chile.
DAVID BOTERO. Profesor Titular de Parasitología de la Universidad de Antioquía y Pontificia Bolivariana. Medellín, Colombia.
LÉA CAMILLO-COURA. Profesor Titular de Enfermedades Infecciosas y Parasitarias de la Universidad Federal de Río, Río de Janeiro, Brasil.
BENJAMIN CIMERMAN. Profesor Titular de Parasitología de la Facultad de Medicina Da Universidad Mogi Das Cruzes, Sâo Paulo, Brasil.
SERGIO CIMERMAN. Médico Infectológo de la 3era. Unidad de Internación del "Instituto de Infectología Emilio Ribas". Sâo Paulo, Brasil.
JOHN EHRENBERG. Asesor Regional en Enfermedades Transmisibles, Programa de Enfermedades Transmisibles, División de Prevención y Control de Enfermedades, OPS/OMS, Washington, USA.
ANA FLISSER. Directora General Instituto Nacional de Diagnóstico y Referencia Epidemiológicas, México. D.F. México.
NAFTALE KATZ. Pesquisador Titular del Centro de Pesquisas "René Rachou", Belo Horizonte, Brasil.
RAMON F. LAZO. Profesor Principal de Parasitología y Micología de la Facultad de Ciencias Médicas, Universidad de Guayaquil, Ecuador.
SANTIAGO MAS-COMA. Profesor Catedrático de Parasitología de la Universidad de Valencia, España.
PEDRO MORERA. Profesor de Parasitología Médica, Facultad de Medicina, Universidad de Costa Rica, San José, Costa Rica.
CESAR NAQUIRA. Director de Proyectos y Cooperación Técnica del Instituto Nacional de Salud, Lima, Perú.
OSCAR NOYA. Director del Instituto de Medicina Tropical de Venezuela, Caracas, Venezuela. terapia.

REFERENCIAS

(Por acuedo del Comité, las referencias no fueron citadas en el texto)

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