Taxonomía e importancia clínica de las nuevas
familias del orden Chlamydiales

TAXONOMY AND CLINICAL IMPORTANCE OF THE NEW FAMILIES
OF THE ORDER Chlamydiales

M. ANGÉLICA MARTÍNEZ T.¹, ALEXIS DIOMEDI P.², RICARDO KOGAN A.³ y CONSUELO BORIE P.⁴

¹ Universidad de Chile, Facultad de Medicina, ICBM, Programa de Microbiología.
² Instituto Nacional del Tórax.
³ Hospital de Niños Dr. Exequiel González Cortés.
⁴ Universidad de Chile, Facultad de Ciencias Veterinarias y Pecuarias, Laboratorio de Microbiología.

This review summarizes the transcendental changes that have recently occurred in the taxonomy of the bacteria known as Chlamydia, the clinical importance of the new species, and its identification procedures. The new classification of the order Chlamydiales is based on phenotypic and antigenic properties, on the host range and on the phylogenetic analysis of the ribosomal operon, and provides a reliable procedure for the identification of current species and the establishment of new taxa. Chlamydiales are important human and animal pathogens. Its ability to produce respiratory tract infections among other clinical presentations is a frequent finding of the organisms, being present in Chlamydophila pneumoniae, Chlamydophila psittaci, Chlamydia trachomatis, and in the recent described families Simkaniaceae and Parachlamydiaceae. Chlamydiales are the unique exclusive intracelular bacteria of eukaryotic cells. The description of the family Parachlamydiaceae, genera Parachlamydia and Neochlamydia, both endosymbionts of free living amoeba, highlights the phylogenetic diversity of the order, and suggests a greater environmental reservoir.

Key words: Taxonomy, Clinical importance, Chlamydiales.

INTRODUCCIÓN

Los miembros del orden Chlamydiales son bacterias Gram negativas intracelulares obligadas de células eucarióticas. Poseen ciclos de replicación característicos, con la alternancia de dos formas de diferenciación del microorganismo y comparten > 80% de similitud en las secuencias de los rRNA de 16S y 23S¹. Debido a la falta de procedimientos genéticos y de información genética, durante varias décadas los Chlamydiales comprendieron la familia Chlamydiaceae y sus especies Chlamydia trachomatis y Chlamydia psittaci². A fines de la década de 1980 se aplicaron las técnicas de hibridación ADN: ADN en estos microorganismos, observándose la inmensa diversidad genética de C. psittaci, lo que permitió la separación de las especies Chlamydia pneumoniae y Chlamydia pecorum^3,4. Sin embargo, aún se reconocía la existencia de otros cuatro grupos filogenéticos en esta especie, con porcentajes de hibridación del ADN < 70% y diferentes rangos de huésped para los cuales no existían procedimientos de diagnóstico. Además, el análisis del ADN de cepas de Chlamydia aisladas de cerdos permitió reconocer una nueva especie, Cmydia suis, estrechamente relacionada con C. trachomatis⁵. La antigua clasificación se comhlaplicó considerablemente al reconocerse con posterioridad tres nuevos grupos de bacterias con > 80% de similitud en las secuencias del 16S rRNA con las clamidias: las cepas "Z" o Simkania⁶, dos microorganismos aislados de amebas; Parachlamydia (Halls'coccus) y Neochlamydia^7,8 y Waddlia, un agente aislado de un feto bovino abortado, e inicialmente clasificado como rickettsia⁹. En 1999, Everett et al propusieron la nueva clasificación del orden Chlamydiales¹. Los fundamentos en los que se basa la nueva clasificación incluyen características fenotípicas, rango de huésped, tipo de patologías asociadas y el análisis filogenético del operón ribosomal. Estudios filogenéticos efectuados con posterioridad y en los que se han incluido otros cinco genes han validado esta nueva clasificación¹⁰.

Los Chlamydiales comprenden actualmente cuatro familias: Chlamydiaceae, Simkaniaceae, Parachlamydiaceae y Waddliaceae y trece especies. En la Tabla 1 se observa la nueva taxonomía del orden Chlamydiales, se muestra la antigua denominación cuando corresponde y se presentan las cepas tipo de cada taxón.

Los objetivos de esta revisión son mostrar los cambios que se han producido en la taxonomía de los Chlamydiales, presentar la importancia clínica de las nuevas especies descritas e indicar los procedimientos de identificación molecular de estos microorganismos.

Familia I. Chlamydiaceae

La familia Chlamydiaceae es reconocida por el anticuerpo monoclonal dirigido contra el epitope aKDO-(2 - 8)- aKDO-(2 - 4)- aKDO del lipopolisacárido (LPS), anteriormente denominado antígeno de grupo^1,11. Contiene dos géneros: Chlamydia y Chlamydophila y nueve especies, las que comparten > 90% de similitud en los genes 16S rRNA y 23S rRNA¹. El género Chlamydia contiene tres especies: C. trachomatis, C. muridarum y C. suis, con > 97% de similitud en las secuencias de sus 16S y 23S rRNAs. Chlamydia se distingue de Chlamydophila porque contiene glicógeno en sus inclusiones intracitoplasmáticas, su genoma es algo más pequeño que el de Chlamydophila, tiene 1,0 - 1,1 Mpb y posee dos operones ribosomales idénticos, mientras que Chlamydophila contiene sólo un operón ribosomal. La mayoría de las cepas contiene un plasmido extra-cromosomal y son sensibles a sulfadiazina¹. C. trachomatis es patógeno humano. Contiene 18 serovariedades agrupadas en dos biovariedades: tracoma y linfogranuloma venéreo (LGV). Las serovariedades se distinguen por anticuerpos monoclonales que reconocen diferencias en las secuencias de la porina principal, OmpA, altamente conservada en cepas aisladas de diferentes regiones geográficas. La biovariedad tracoma contiene 14 serovariedades, designadas con las letras A a K, más Ba, Da, e Ia, e infecta solamente las células escamo-columnares de las membranas mucosas. Las serovariedades A a C, se asocian con tracoma endémico y las serovariedades D a K causan enfermedades de transmisión sexual. La biovariedad LGV consta de las serovariedades L1, L2, L2a y L3, son agentes etiológicos del linfogranuloma venéreo y tienen la capacidad de invadir tejido linfático. Ambas biovariedades se distinguen por su diferente patogenicidad en animales de laboratorio y su crecimiento en cultivos celulares, pero no existen bases moleculares que permitan su separación¹. Las especies C. muridarum y C. suis son patógenos de ratones y cerdos respectivamente^1,11.

Tabla 1. Taxones del orden Chlamydiales
Taxón	Taxonomía anterior	Cepa tipo
Familia I. Chlamydiaceae
Género 1. Chlamydia
Chlamydia trachomatis
Biovar tracoma		C/PK-2
Biovar LGV		L2/434/BU
Chlamydia muridarum sp.nov.	C. trachomatis biovar MoPn	MoPn
Chlamydia suis sp.nov		S45
Género 2. Chlamydophila gen.nov
Chlamydophila psittaci. comb.nov	Chlamydia psittaci biovar aviar	6BC
Chlamydophila abortus sp.nov	C. psittaci biovar rumiante	B577
Chlamydophila felis sp.nov	C. psittaci biovar felina	FP Baker
Chlamydophila caviae sp.nov	C. psittaci biovar hamster	GPIC
Chlamydophila pecorum comb.nov	Chlamydia pecorum	E58
Chlamydophila pneumoniae	Chlamydia pneumoniae
Biovar TWAR		TW-183
Biovar Equino		N16
Biovar Koala		LPCon
Familia II. Simkaniaceae fam.nov
Simkania negevensis sp.nov		Z
Familia III. Parachlamydiaceae fam.nov
Género 1. Parachlamydia gen.nov
Parachlamydia acanthamoebae sp.nov		BN9
Género 2. Neochlamydia gen.nov
Neochlamydia hartmannellae sp.nov		A1Hsp
Familia IV. Waddliaceae fam.nov
Waddlia chondrophila sp.nov		WSU 86-1044

El género Chlamydophila contiene seis especies: C. pneumoniae, C. psittaci, C. pecorum y las nuevas especies C. abortus, C. caviae y C. felis. C. psittaci incluye actualmente únicamente a las cepas patógenas de aves. Las biovariedades patógenas de rumiantes, felinos y cobayos han sido clasificadas como C. abortus, C. felis y C. caviae respectivamente. C. psittaci, C. abortus y C. felis son agentes zoonóticos. C. psittaci es el agente de la psitacosis, enfermedad transmitida al hombre por cualquiera de los cinco serotipos que contiene la especie y que muestran una relativa estrechez de huésped con diferentes órdenes de aves^12-14. En Chile, la psitacosis se presenta en forma ocasional, por contacto con aves psitaciformes^15,16. Sin embargo, recientemente se ha detectado una tasa importante de seroprevalencia de C. psittaci en palomas, desconociéndose la importancia zoonótica de este reservorio en Chile¹⁷. C. abortus causa aborto y sepsis en mujeres embarazadas luego del contacto con productos ovinos en mataderos, o durante la parición de corderos^18,19. C. felis es una especie menos patógena para el hombre pero ha sido descrita en casos de conjuntivitis²⁰. La infección se transmite por contacto con gatos con infecciones del tracto respiratorio superior. C. pneumoniae contiene actualmente tres biovariedades: TWAR patógeno humano, Equino, patógeno de los caballos y Koala, patógeno de marsupiales. Como ocurre con Chlamydia, no obstante las diversidades de huéspedes e incluso algunas diferencias morfológicas de los corpúsculos elementa les de algunas especies de Chlamydophila, tienen > 95% de similitud en las secuencias de los 16S y 23 S rRNAs¹.

Familia II. Simkaniaceae

La familia Simkaniaceae tiene actualmente una sola especie, Simkania negevensis, denominada originalmente "Z". Esta especie fue descrita como "contaminante" en un laboratorio de cultivo celular y posteriormente caracterizada por Kahane et al. Simkania no es reconocida por los anticuerpos monoclonales dirigidos contra el LPS de Chlamydiaceae y tiene 80 a 90% de similitud con los genes rRNA de otros Chlamydiales¹. Estudios de seroprevalencia efectuados en Europa e Israel sugieren que la exposición a este microorganismo es frecuente. En el Negev, Sur de Israel, la seroprevalencia de IgG para S. negevensis en adultos sanos varía entre 65 y 80%, dependiendo de la población estudiada²¹, en tanto que en Aarhus, Dinamarca, en un relevo serológico en donantes de banco de sangre se encontró una seroprevalencia de IgG de 63%²².

Se ha sugerido un rol etiológico de S. negevensis en neumonía en adultos y bronquiolitis en niños^6,23. Kahane et al investigaron la prevalencia de este agente en 239 niños, de 2 semanas a 12 meses de edad, con diagnóstico clínico de bronquiolitis y en 78 controles de la misma edad, sin evidencias de infección respiratoria²³. Otros agentes investigados en este estudio fueron los virus VRS, ADV y CMV. Los niños fueron enrolados en el Centro Médico Soroka entre 1994 y 1996, durante los períodos de mayor incidencia de bronquiolitis. S. negevensis fue diagnosticada por RPC, cultivo celular y serológicamente mediante la detección de IgA por inmunoperoxidasa. Los investigadores detectaron algún agente de bronquiolitis en 116 de 239 (48%) pacientes. El VRS fue el agente etiológico más frecuente, 33% de los casos, seguido de Simkania, 25% casos. Asociación de VRS con S. negevensis fue observada en 22 de 239 (9%) pacientes. De 60 niños en que se detectó S. negevensis, en 38 (63%) constituyó el único agente. No se observó diferencias entre las características clínicas de los niños con bronquiolitis y S. negevensis, de las observadas en niños con VRS o asociación de Simkania con VRS. S. negevensis no fue detectada por cultivo y o RPC en ninguno de los controles. IgA específica de Simkania fue observada en 15% de los niños con bronquiolitis y en 1,3% de los controles, siendo más frecuente su detección en pacientes con cultivo y o RPC positiva, que en pacientes con hallazgos negativos. Por otra parte, Lieberman et al investigaron la incidencia de S. negevensis en un protocolo de neumonías adquiridas en la comunidad en el adulto, mediante serología, conjuntamente con otros 13 patógenos respiratorios, entre 1991 y 1992 en Beer Sheva, Israel. De 308 pacientes enrolados, hospitalizados por neumonía, se encontró evidencia serológica de infección anterior en 112 (37%) personas, mientras que en 8 pacientes (2,6%) se encontró evidencia serológica de infección activa. En cuatro de los 8 pacientes S. negevensis constituyó la única etiología, mientras que en los otros 4 casos fue detectada junto con otros patógenos respiratorios. Los 4 casos en los que fue detectada como único agente correspondían a pacientes de aproximadamente 30 años y sólo uno de ellos presentó historia de enfermedades crónicas. Tres de estos cuatro casos se acompañaron de síntomas gastrointestinales⁶.

S. negevensis presenta una susceptibilidad antimicrobiana in vitro similar a la de Chlamydia y Chlamydophila, siendo sensible a eritromicina, azitromicina, tetraciclinas y ofloxacina, pero se distingue de ellas por ser completamente resistente a penicilina²⁴.

El análisis del gen 16S rRNA de 8 cepas clínicas de S. negevensis indica una gran similitud con la cepa tipo, detectándose solamente una mutación puntual en una de ellas²¹.

Familia III. Parachlamydiaceae

La familia Parachlamydiaceae incluye dos géneros; Parachlamydia y Neochlamydia, los cuales son parásitos endosimbiontes de las amebas de vida libre Acanthamoeba spp y Hartmannella spp, respectivamente^25,26. Parachlamydia incluye actualmente sólo una especie, P. acanthamoeba, de la cual se han estudiado solamente 6 cepas. Sin embargo, el análisis filogenético de los 16S rRNA de estas cepas ha sugerido la existencia de al menos 4 especies, o incluso géneros, indicando la diversidad evolutiva de estos microorganismos²⁵. P. acanthamoeba ha sido detectada en acantamoebas aisladas de muestras oculares (queratitis), nasales y del ambiente (lodo y alcantarillado), tanto en Europa como E.U.A. Fue detectada por primera vez en 1989, en una acantamoeba aislada del sistema de humidificación relacionado con un brote de fiebre, en Vermont, E.U.A., denominándose originalmente "Halls'coccus". En 1997 Birtles et al desarrollaron un procedimiento serológico para detectar anticuerpos para este microorganismo y lo aplicaron al estudio de muestras de suero de pacientes con neumonía de etiología desconocida. De 650 sueros de diferentes pacientes analizados, en 1,1% de ellos se demostró sero-conversión, o títulos de anticuerpos > 100 en el suero obtenido en la fase convalesciente del cuadro de neumonía⁷.

Neochlamydia incluye la única especie N. hartmannellae. Fue detectada en el sistema de conducción de agua de un servicio dental en Alemania, desconociéndose a la fecha su importancia clínica²⁶.

Parachlamydia y Neochlamydia presentan ciclos de multiplicación similares a los de otros Chlamydiales, con la alternancia de corpúsculos elementales y cuerpos reticulados característicos. Difieren entre sí en el rango de huésped y en el lugar de crecimiento intracelular. P. acanthamoeba infecta sólo acantamoebas, mientras que N. hartmannellae crece sólo en hartmannellas. Parachlamydia crece de manera intracelular en un fagosoma, mientras que Neochlamydia se multiplica directamente en el citoplasma de la ameba sugiriendo la existencia de mecanismos de escape del fagosoma^25,26.

Aproximadamente 20% de las amebas de vida libre, aisladas tanto de muestras clínicas como de muestras ambientales, contienen bacterias endosimbiontes no cultivables por los procedimientos microbiológicos de rutina, que filogenéticamente están relacionadas con legionelas y riquettsias, y actualmente también con clamidias^27,28. Aunque no se ha estudiado claramente el significado de tal asociación, evidencias demuestran que el endosimbionte aumentaría la citopatogenicidad de las amebas en cultivos celulares, sugiriendo una exaltación de su virulencia²⁶.

Las amebas de vida libre son protozoos aerobios de distribución cosmopolita, que pertenecen a los géneros Hartmannella, Acanthamoeba, Naegleria y Vahlkampfia. Acanthamoeba spp y Naegleria spp son patógenos humanos y han sido aislados en casos de encefalitis habitualmente letales, mientras que Acanthamoeba spp es agente etiológico de queratitis^29,30.

Las amebas de vida libre son componentes importantes de los ecosistemas acuáticos naturales tales como lagos y océanos, fuentes de agua artificiales como piscinas, y también se les encuentra en lodos, alcantarillados y en el suelo^29,30. Con posterioridad al descubrimiento de la enfermedad del legionario, se demostró su capacidad de colonizar los sistemas de enfriamiento y de humidificación y de constituir por ello un reservorio ambiental de patógenos respiratorios, proponiéndose que la aerolización y posterior inhalación de vesículas conteniendo microorganismos sería el mecanismo de transmisión de la legionelosis³¹. Chlamydia pneumoniae fue el segundo patógeno respiratorio que se demostró era capaz de sobrevivir y multiplicarse en amebas de vida libre, como A. castellanii, luego de la infección in vitro³². Estudios de seroprevalencia han demostrado que sobre 50% de los adultos presentan anticuerpos para C. pneumoniae, sugiriendo una frecuente exposición a este patógeno³³. Se ha sugerido que C. pneumoniae se transmite persona a persona, por vía respiratoria, pero no existen evidencias que demuestren este mecanismo de transmisión, ni tampoco reservorios adicionales de infección. Recientemente se ha demostrado que Mycobacterium avium sobrevive en forma intracelular en A. catellanii e interfiere con la fusión de los lisosomas con la vacuola fagocitaria amebiana. Más aún, el crecimiento de M. avium dentro de A. castellanii resulta en una mayor virulencia en un modelo de patogenicidad en ratón³⁴.

Familia IV. Waddliaceae

La familia Waddliaceae incluye actualmente sólo a la especie Waddlia chondrophila³⁵. Fue aislada en 1986 de pulmón, hígado y otros órganos de un feto bovino abortado, siendo clasificada inicialmente como una rickettsia⁹. La secuenciación posterior de su 16S rRNA demostró la similitud filogenética con otros Chlamydiales, proponiéndose su incorporación en una nueva familia de este orden. Waddlia comparte con N. hartmannellae su propiedad de multiplicarse en el citoplasma de la célula huésped³⁵.

Identificación de especies del orden Chlamydiales

No existen procedimientos morfológicos o bioquímicos que distingan entre las diferentes especies de Chlamydiales. Dentro de la familia Chlamydiaceae, la detección de glicógeno en las inclusiones intracitoplasmáticas en cultivos celulares permite diagnosticar al género Chlamydia. Sin embargo, dos de sus especies: C. muridarum y C. suis producen cantidades variables de glicógeno a lo largo del ciclo celular. Por este motivo, la no detección de glicógeno en las inclusiones no es un método específico de identificación de Chlamydophila^1,11. Existen anticuerpos monoclonales comerciales que permiten diagnosticar y distinguir C. trachomatis y C. pneumoniae directamente en las muestras clínicas.

Actualmente, el análisis molecular es el único procedimiento adecuado y recomendado para la identificación de los Chlamydiales. La secuenciación de los genes ribosomales de un número representativo de especies de Chlamydiaceae y de las nuevas familias ha definido la existencia de regiones denominadas "signature", que son segmentos de ADN conservados, y que pueden ser amplificados mediante RPC con partidores recientemente diseñados^1,11. Varios partidores permiten amplificar los genes ribosomales de todos los representantes de los Chlamydiales, lo que es de gran importancia pues permitirá detectar nuevas especies, mientras que otros partidores sólo amplifican el ADN de la familia Chlamydiaceae. Posterior a la RPC, los amplicones son directamente secuenciados y la información obtenida comparada en el banco de datos de GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/) con el objeto de su identificación. Para la identificación de especies y géneros de Chlamydiaceae se han diseñado tres tipos de RPC: TaqMan PCR, multiplex PCR y la técnica de PCR-RFLP³⁶. Igualmente se dispone de RPC simples individuales para la detección de S. negevensis^1,37, C. trachomatis³⁸ y C. pneumoniae³⁹. En la Tabla 2 se presentan algunos de los partidores que se emplean actualmente para la identificación de los Chlamydiales.

CONCLUSIONES

El reconocimiento de nuevas especies y de información genética de los Chlamydiales tendrá gran importancia práctica en un futuro cercano. Permitirá efectuar estudios epidemiológicos moleculares para conocer la magnitud de las infecciones por estos microorganismos y diseñar estrategias para su control. El empleo de técnicas moleculares ya ha permitido definir nuevas familias, que como Simkaniaceae, tendrán un rol importante en infecciones respiratorias. Sabemos que un gran porcentaje de pacientes con neumonía y niños con bronquiolitis tienen etiología desconocida por los procedimientos de diagnóstico actualmente en uso.

Existen varios procedimientos para la amplificación del ADN de los Chlamydiales mediante RPC. Esta técnica es utilizada por numerosos laboratorios a lo largo del país. Por otra parte, en Santiago existen Centros Moleculares, ligados a la Universidad de Chile, que ofrecen el servicio de secuenciación con costos bajos. El empleo de estas técnicas es cada vez más utilizado y permitirá ir definiendo mejor la importancia de los Chlamydiales a partir de esta década.

RESUMEN

Esta revisión comprende los cambios trascendentales que se han producido recientemente en la taxonomía de clamidias, la importancia clínica de las nuevas especies del orden Chlamydiales y los métodos para su identificación. La nueva clasificación del orden Chlamydiales se basa en las características fenotípicas, antigénicas, rango de huésped y análisis filogenético del operón ribosomal y proporciona un procedimiento consistente para la identificación de las actuales especies y el establecimiento de nuevos taxa.

Los Chlamydiales son patógenos importantes del hombre y los animales. Su capacidad de producir enfermedades respiratorias, entre otras formas de presentación, es una característica frecuente de estos microorganismos, estando presente en Chlamydophila pneumoniae, Chlamydophila psittaci, Chlamydia trachomatis y en las familias recientemente descritas Simkaniaceae y Parachlamydiaceae.

Los Chlamydiales son las únicas bacterias intracelulares exclusivas de células eucarióticas. El hallazgo de la familia Parachlamydiaceae, con los géneros Parachlamydia y Neochlamydia, ambos endosimbiontes de amebas de vida libre, señala la diversidad filogenética del orden y sugiere un reservorio ambiental de mayor importancia.

Tabla 2. Partidores empleados para la detección de Chlamydiales por reacción de polimerasa en cadena
Ensayo de RPC	Denominación de los partidores	Partidores
Partidores para secuenciación*
16S rRNA, detecta todos*	16SIGF	5’ CGG CGT GGA TGA GGC AT 3’
los Chlamydiales1,11	16SIGR	5’ TCA GTC CCA GTG TTG GC 3’
23S rRNA, detecta todos*	U23F	5’ GAT GCC TTG GCA TTG ATA GGC GAT GAA GGA 3’
los Chlamydiales1,11	23SIGR	5’ TGG CTC ATC ATG CAA AAG GCA 3’
Espaciador intergénico y*	IGSIGF	5’ ATA ATA ATA GAC GTT TAA GA 3’
23S rRNA, detecta especies	23R	5’ TAC TAA GAT GTT TCA GTT C 3’
de Chlamydiaceae1,11
Partidores para la detección de géneros y especies
PCR-RFLP. Identifica las	16SF2	5’ CCG CCC GTC ACA TCA TGG 3’
especies de Chlamydiaceae36	23R	5’ TAC TAA GAT GTT TCA GTT C 5’
Multiplex PCR, OmpA, tRNA,	IGF	5’ GAC TAG GTT GGG CAA G 3’
espaciador intergénico, detecta	IGR	5’ AGC TCT TA(t/g/a)(c/t) AAC TTG GTC TGT A 3’
especies de Chlamydiaceae36	1260	5’ CGC TTA ATC (a/g)A(t/c) GAA AGA GCT GCT CA 3’
	TGLY	5’ GGC TAC AGC TCT ACC ATT GA 3’
TaqMan Sequence Detection	TQF	5’ GAA AAG AAC CCT TGT TAA GGG AG 3’
System, 23S rRNA, detecta	Sonda	5’ FAM-CAA AAG GCA CGC CGT CAA C-TAMRA 3’
especies de Chlamydiaceae36	TQR	5’ CTT AAC TCC CTG GCT CAT CAT G 3’
16S rRNA. Detecta S.negevensi1	ZPF	5’ AAA GGT AAC GAA TAA TTC CCT 3’
	ZPR	5’ GCA CAG TCG GGG TTG AGA CCG ACT 3’
16S rRNA. Detecta S. negevensis37	For 1	5’ GTG GAT GAG GCA TGC GAG TCG CGA A 3’
	Rev 1	5’ CTC TCA GCC CGC CTA GAC GTC TTA G 3’
* Búsqueda BLAST (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/)

BIBLIOGRAFÍA

1.- Everett K D E, Bush R M, Andersen A A. Emended description of the order Chlamydiales, proposal of Parachlamydiaceae fam.nov. and Simkaniaceae fam.nov., each containing one monotypic genus, revised taxonomy of the family Chlamydiaceae, including a new genus and five species, and standards for the identification of organisms. Int J Syst Bacteriol 1999; 49: 415-40.

2.- Storz J, Page L A. Taxonomy of the chlamydiae: reasons for classifying organisms of the genus Chlamydia family Chlamydiaceae, in a separate order, Chlamydiales ord.nov. Int J Syst Bacteriol 1971; 21: 332-4.

3.- Grayston J T, Kuo C-C, Campbell L A, Wang S-P. Chlamydia pneumoniae sp.nov. for Chlamydia sp. strain TWAR. Int J Syst Bacteriol 1989; 39: 88-90.

4.- Fukushi H, Hirai K. Proposal of Chlamydia pecorum sp.nov. for Chlamydia strains derived from ruminants. Int J Syst Bacteriol 1992; 42: 306-8.

5.- Kaltenboeck B, Storz J. Biological properties and genetic analysis of the ompA locus in chlamydiae isolated from swine. J Vet Res 1992; 53: 1482-7.

6.- Lieberman D, Kahane S, Lieberman D, Friedman M G. Pneumonia with serological evidence of acute infection with the Chlamydia-like microorganism "Z". Am J Respir Crit Care Med 1997; 156: 578-82.

7.- Birtles R J, Rowbotham T J, Storey C, Marrie T J, Raoult D. Chlamydia-like obligate parasite of free living amoebae. Lancet 1997; 349: 925-6.

8.- Horn M, Wagner M, Muller K-D et al. Neochlamydia hartmannellae gen.nov., sp.nov. (Parachlamydiaceae), an endoparasite of the amoeba Hartmannella vermiformis. Microbiology 2000; 146: 1231-9.

9.- Kocan K M, Crawford T B, Dilbeck P M, Evermann J F, McGuire T C. Development of a rickettsia isolated from an aborted bovine fetus. J Bacteriol 1990; 172: 5949-55.

10.- Everett K D E, Bush R M, Andersen A A. Phylogenic analyses of five coding genes support the new chlamydial taxonomy. Proceedings of the Fourth Meeting of the European Society for Chlamydia Research. Helsinsky, Finland, 20-23 Agosto 2000.

11.- Everett K D E. Chlamydia and Chlamydiales: more than meets the eye. Veterinary Microbiol 2000; 75: 109-26.

12.- Andrews B E, Major R, Palmer S R. Ornithosis in poultry workers. Lancet 1981; ii: 632-4.

13.- Williams W, Sunderland R. As sick as a pigeon-psitacosis myelitis. Arch Dis Child 1989; 64: 1626-8.

14.- Vanrompay D, Andersen A A, Ducatelle R, Haesebrouck F. Serotyping of European isolates of Chlamydia psittaci from poultry and other birds. J Clin Microbiol 1993; 31: 134-7.

15.- Wolf M. Brote familiar de psitacosis. Rev Méd Chile 1984; 112: 917-21.

16.- Santibañez L, Quintana V, Sabaggh E, Caviedes I, Jimenez C, Martinez M A. Psitacosis. Análisis de cuatro casos de neumopatía atípica en un grupo. Resúmenes del XXIII Congreso Chileno de Enfermedades Respiratorias. Santiago, Chile, 6-9 de Noviembre 1990.

17.- Borie C, Martinez MA, Toro H. "Chlamydia psittaci": serología en palomas (Columba livia domestica) capturadas en la ciudad de Santiago. XVII Congreso Chileno de Infectología, 9-12 de Agosto 2000, Viña del Mar, Chile. Resumen P-83.

18.- Johnson F W, Matheson B A, Williams H et al. Abortion due to infection with Chlamydia psittaci in a sheep farmer's wife. Br Med J 1985; 290: 592-7.

19.- Hadley K M, Carrington D, Frew C E, Gibson A A M, Hislop W S. Ovine chlamydiosis in an abattoir worker. J Infect 1992; 25 Suppl 1: 105-9.

20.- Schachter J, Ostler H B, Meyer K F. Human infection with the agent of feline pneumonitis. Lancet 1969; i: 1063-5.

21.- Kahane S, Dvoskin B, Lustig G, Dilbeck P, Friedman M G. Partial characterization of Simkania negevensis isolates and comparison with Chlamydiales type strains. Proceedings of the Fourth Meeting of the European Society for Chlamydia Research. Helsinky, Finland, 20-23 Agosto 2000.

22.- Friedman M G, Galil A, Greenberg S, Kahane S. Seroprevalence of IgG antibodies to the chlamydia-like microorganism "Simkania Z" by ELISA. Epidemiol Infect 1999; 122: 117-23.

23.- Kahane S, Greenberg D, Friedman M G, Haikin H, Dagan R. High prevalence of "Simkania Z", a novel Chlamydia-like bacterium, in infants with acute bronchiolitis. J Infect Dis 1998; 177: 1425-9.

24.- Kahane S, Friedman M G. Antibiotic sensitivities in vitro of Simkania negevensis. Proceedings of the Fourth Meeting of the European Society for Chlamydia Research. Helsinky, Finland, 20-23 Agosto 2000.

25.- Fritsche T R, Gautom R K, Seyedirashti S, Bergeron D I, Linquist T D. Occurrence of bacterial endosymbionts in Acanthamoeba spp. isolated from corneal and environmental specimens and contact lenses. J Clin Microbiol 1993; 31: 1122-6.

26.- Horn M, Wagner M, Muller K-D et al. Neochlamydia hartmannellae gen.nov., sp.nov. (Parachlamydiaceae), an endoparasite of the amoeba Hartmannella vermiformis. Microbiology 2000; 146: 1231-9.

27.- Amann R, Springer N, Schonhuber W et al. Obligate intracellular bacterial parasites of Acanthamoebae related to Chlamydia spp. Appl Environ Microbiol 1997; 63: 115-21.

28.- Fritsche T R, Horn M, Wagner M, Herwig R P, Schleifer K-H, Gautom R K. Phylogenetic diversity among geographically dispersed Chlamydiales endosymbionts recovered from clinical and environmental Acanthamoeba spp. Appl Environ Microbiol 2000; 66: 2613-9.

29.- Gottlieb B. Meningoencefalitis amebiana primaria, En: A. Atías, ed. Parasitología clínica. 3ª ed. 1991. Publicaciones Técnicas Mediterráneo, Santiago, Chile, pp: 287-90.

30.- Krogstad D J, Visvesvara G S, Walls K W, Smith J W. Blood and tissue protozoa. En: A Ballows, W J Hausler, K L Herrmann, H D Isenberg, H J Shadomy, eds., Manual of Clinical Microbiology. 5ª ed. American Society for Microbiology, Washington DC, 1991 pp: 727-50.

31.- Berk S G, Ting R S, Turner G W, Ashburn R J. Production of respirable vesicles containing live Legionella pneumophila cells by two Acanthamoeba spp. Appl Environ Microbiol 1998;64: 279-86.

32.- Essig A, Heinemann M, Simnacher U, Marre R. Infection of Acanthamoeba castellanii by Chlamydia pneumoniae. Appl Environ Microbiol 1997; 63: 1396-9.

33.- Martinez M A, Kogan R, Silva J J, Pinto M E, Vidal C, Huppo H. Seroprevalence of Chlamydia pneumoniae in Chile. Scand J Infect Dis 1999; 31: 103-4.

34.- Steinert M, Birkness K, White E, Fields B, Quinn F. Mycobacterium avium bacilli growth saprozoically in coculture with Acanthamoeba polyphaga and survive within cyst walls. Appl Environ Microbiol 1998; 64: 2256-61.

35.- Rurangirwa F R, Dilbeck P M, Crawford T B, McGuire T C, McElwain T F. Analysis of the 16S rRNA gene of microorganism WSU 86-1044 from an aborted bovine foetus reveals that is a member of the order Chlamydiales: proposal of Waddliaceae fam.nov., Waddlia chondrophila gen.nov., sp.nov. Int J Syst Bacteriol 1999; 49: 577-81.

36.- Everett K D E, Hornung L J, Andersen A A. Rapid detection of the Chlamydiaceae and other families in the order Chlamydiales: three PCR tests. J Clin Microbiol 1999; 37: 575-80.

37.- Ossewaarde J M, Meijer A. Molecular evidence for the existence of additional members of the Chlamydiales. Microbiology 1999; 145: 411-7.

38.- Claas H C, Melchers W J, Bruijn I H et al. Detection of Chlamydia trachomatis in clinical specimens by the polymerase chain reaction. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1990; 9: 864-8.

39.- Campbell L A, Perez M, Hamilton D J, Kuo C-C, Grayston J T. Detection of Chlamydia pneumoniae by polymerase chain reaction. J Clin Microbiol 1992; 30: 434-9.

Correspondencia a:
M. Angélica Martínez Tagle
E-mail: mamartin@machi.med.uchile.cl