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Revista chilena de infectología

versión impresa ISSN 0716-1018

Rev. chil. infectol. vol.37 no.2 Santiago abr. 2020

http://dx.doi.org/10.4067/s0716-10182020000200117 

Microbiología

Distribución de grupos filogenéticos, factores de virulencia y susceptibilidad antimicrobiana en cepas de Escherichia coli uropatógena

Distribution of phylogenetic groups, virulence factors and antimicrobial susceptibility in strains of uropathogenic Escherichia coli

Ysheth Millán2 

María Araque2 

Ana Ramírez1  2 

1Laboratorio de Microbiología del Suelo, Departamento de Microbiología y Parasitología, Facultad de Farmacia y Bioanálisis, Universidad de Los Andes. Mérida, Venezuela

2Laboratorio de Microbiología Molecular, Departamento de Microbiología y Parasitología, Facultad de Farmacia y Bioanálisis, Universidad de Los Andes. Mérida, Venezuela

Resumen

Introducción:

La diferencia entre los aislados patógenos y comensales de Escherichia coli se fundamenta en sus antecedentes filogenéticos. En Venezuela son escasos los estudios que describen el potencial patogénico de los grupos filogenéticos en E. coli.

Objetivo:

Relacionar la susceptibilidad antimicrobiana, distribución de los grupos filogenéticos y genes de virulencia en cepas de E. coli uropatógena (ECUP) aisladas de pacientes con infección del tracto urinario.

Materiales y Métodos:

Se estudiaron 17 cepas de ECUP, aisladas de pacientes adultos hospitalizados en dos instituciones de salud. La susceptibilidad frente a ocho antimicrobianos se determinó por el método de microdilución en caldo (MDC). Las β-lactamasas de espectro extendido (BLEE) y carbapenemasas fueron detectadas fenotípicamente. Los grupos filogenéticos y la detección de los genes de virulencia se determinaron por reacción de polimerasa en cadena.

Resultados:

Todas las cepas sintetizaban BLEE y de éstas, 41% se asoció a la producción de una carbapenemasa (KPC o MBL). El filogrupo B2 (41%) fue predominante. Los genes de virulencia más frecuentes fueron fimH y fyuA con 82% cada uno. Sólo un aislado clasificado en el filogrupo F fue positivo al conjunto de seis genes estudiados.

Discusión:

La diversidad de asociaciones entre genes de virulencia y perfiles de resistencia, en las cepas ECUP evolucionan continuamente. Además, su distribución en los distintos grupos filogenéticos depende en gran medida de las características clínico epidemiológicas de los grupos de estudios.

Palabras clave: Escherichia coli uropatógena; grupos filogenéticos; genes de virulencia; β-lactamasas

Abstract

Background:

The difference between the pathogenic isolates and commensals of Escherichia coli is based on their phylogenetic antecedents. In Venezuela there are few studies that describe the pathogenic potential of phylogenetic groups in E. coli.

Aims:

Relate antimicrobial susceptibility, distribution of phylogenetic groups and virulence genes in strains of uropathogenic E. coli (ECUP) isolated from patients with UTI.

Methods:

We studied 17 ECUP strains, isolated from adult patients hospitalized in two health institutions. The susceptibility to 8 antibiotics was determined by the broth microdilution (MDC) method. Extended spectrum β-lactamases (ESBL) and carbapenemases were phenotypically detected. The phylogenetic groups and the detection of the virulence genes were determined by PCR.

Results:

All strains synthesized ESBL and of these, 41% were associated with the production of a carbapenemases (KPC or MBL). The phylogroup B2 (41%) was the most predominant. The most frequent virulence genes were fimH and fyuA with 82% each. Only one strain from group F was positive to the 6 genes studied.

Discussion:

The diversity of associations between virulence genes and resistance profiles in the ECUP are evolving continuously, their distribution in the different phylogenetic groups depends to a large extent on the clinical epidemiological characteristics of the study groups.

Keywords: Uropathogenic Escherichia coli; phylogenetic groups; virulence genes; β-lactamases

Introducción

Las infecciones del tracto urinario (ITU) afectan a 150 millones de personas cada año en todo el mundo, siendo Escherichia coli uropatógena (ECUP) el agente etiológico responsable de aproximadamente 50% de las ITU asociadas a los cuidados de salud (ITU-ACS)1,2 y de 70 a 95% en la comunidad3. Venezuela no escapa de esta realidad mundial y, aunque los estudios publicados sobre la distribución de E. coli como agente causal de las ITU son escasos en nuestro país, autores como López y cols., en niños, Capozzi y cols., y Quijada y cols., en adultos, reportan frecuencias de 23,2% (44/189), 53,9% (7/13) y 20% (8/40), respectivamente46.

La capacidad de ECUP de producir ITU depende de una compleja interacción entre las condiciones del hospedero y los diferentes factores de virulencia (FV) que posea la bacteria7, siendo las fimbrias: tipo 1 (codificado por el operon fim), P (codificada por operon pap), F1C (focG), S (Sfa) y las adhesinas no fimbriales Dr (Afa/drBC) y afa (afaB/C), las que intervienen en las etapas de colonización y adherencia, cuya presencia o ausencia en E. coli puede variar entre los distintos tipos de ITU (bacteriuria, cistitis o pielonefritis). Otros FV como la cápsula (kpsMT) son importantes en la evasión de la respuesta inmune y en los cuadros invasores. Además, los sideróforos intervienen en la adquisición de nutrientes mientras que las toxinas α-hemolisina (hlyA), el factor citotóxico necrosante (cnf1) y la toxina auto-transportadora Sat (Sat) son importantes en el tipo de daño causado al tejido renal, por lo que ayudan a definir el cuadro clínico producido por las ECUP en el tracto urinario7,8.

Por otra parte, las cepas de E. coli son genéticamente diversas9, de tal manera que se han descrito 8 grupos filogenéticos (A, B1, B2, C, D, E, F y clado 1), utilizando datos obtenidos mediante la tipificación de secuencias multilocus (MLST)10. Sin embargo, Clermont y cols., en 2013 describieron y validaron una nueva metodología para realizar dicha clasificación, basándose en el genotipo obtenido mediante reacción de polimerasa en cadena (RPC) múltiple que detecta los genes arpA, chuA, yjaA y el fragmento génicoTspE4.C2. Estos autores demostraron que su metodología asigna correctamente 95 a 100% de las cepas al compararla con la técnica MLST11.

En general, se ha reportado que las cepas del grupo B2 expresan una mayor cantidad de FV y son las más frecuentes en casos de cistitis y bacteriuria asintomática complicada12; además, están asociadas con mayor frecuencia con la producción de β-lactamasas13.

En Venezuela son escasos los estudios que describen las bases genéticas que sustentan el potencial patogénico de los grupos filogenéticos de ECUP12,14,15. Por tal motivo, en este trabajo se relacionó la susceptibilidad antimicrobiana, distribución de los grupos filogenéticos y genes de virulencia en cepas de ECUP aisladas de pacientes adultos con ITU.

Materiales y Métodos

Este estudio fue de tipo experimental, exploratorio y descriptivo.

Cepas bacterianas

Se estudiaron 17 cepas de ECUP, pertenecientes a la colección del Laboratorio de Microbiología Molecular de la Facultad de Farmacia y Bioanálisis de la Universidad de Los Andes, Mérida-Venezuela (LMMFFB-ULA), las que fueron obtenidas de muestras de orina provenientes de pacientes adultos hospitalizados, 10 cepas durante el período marzo de 2011 a julio de 2013 y 7 durante el período enero a julio de 2015. Los criterios de inclusión fueron: cepas de E. coli donadas al LMMFFB-ULA, con sospecha de BLEE, aisladas de pacientes adultos con ITU; se excluyeron cepas de E. coli que no cumplían con los criterios antes mencionados. En la Tabla 1 se muestran las características clínicas y epidemiológicas de los pacientes a partir de quienes se obtuvieron las cepas de ECUP incluidas en este estudio.

Tabla 1 Datos clínicos y epidemiológicos de los pacientes con ITU incluidos en el estudio 

Aislados clínicos Sexo Edad (años) Patología o estado fisiológico asociado
LMM-1147 F 73 ITU-AC
LMM-1195 F 43 ITU-AC
LMM-15131.1 F 53 ITU-AC
LMM-15131.2 F 42 ITU-AC
LMM-1194.3 M 34 ITU-AC
LMM-1199 F 68 ITU-AC
LMM-15494.2 M 70 ITU-AC
A-316 M 68 Cistocele con ITU
A-099 F 79 Atrofia renal con ITU
A-170 M 59 Atrofia renal con ITU
A-717 F 50 Cistocele con ITU
A-719 M 28 ITU-AC
A-967 F 17 Embarazo con ITU
A-038 F 51 Diabetes mellitus con ITU
A-726 M 74 ITU-AC
A-767 F 51 Lupus eritematoso con ITU
A-178 M 75 ITU-AC

ITU-AC: Infección urinaria asociada a catéter vesical. M = masculino; F = femenino.

Prueba de susceptibilidad antimicrobiana

La susceptibilidad antimicrobiana se realizó determinando la concentración inhibitoria mínima (CIM) mediante el método de microdilución en caldo (MDC), de acuerdo a lo descrito por el Clinical and Laboratory Standards Institute16. Los antimicrobianos ensayados fueron: ampicilina (PlusAndex), cefotaxima (VitalisS.A.C.I), piperacilina/tazobactam (CiplaLTD), ampicilina/sulbactam (Galeno), imipenem (CiplaLTD), amikacina (Rhenochem AG), ciprofloxacina (Behrens CA) y aztreonam (SM Pharma). Escherichia coli ATCC 25922 fue utilizada como cepa control en estos ensayos.

Determinación fenotípica de β-lactamasas de espectro extendido (BLEE) y carbapenemasas

La confirmación de BLEE se realizó utilizando la prueba del disco combinado con ácido clavulánico siguiendo la metodología descrita por el CLSI (2018)16. Como cepas controles se utilizaron E. coli ATCC 25922 (BLEE negativo) y E. coli LMM-26 (BLEE positiva).

La detección fenotípica de carbapenemasas tipo metalo β-lactamasas (MBL) se realizó, utilizando discos de imipenem (10 μg) (Baltimore Biological Laboratory (BBLTM), meropenem (10 μg BBLTM) y ácido etilen-diamino-tetracético-mercaptoacético de sodio (EDTA-SMA) (Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA), de acuerdo a lo descrito por Guevara y cols.17; como control positivo se utilizó Pseudomonas aeruginosa 77297 (blaVIM). Para la detección de la enzima Klebsiella pneumoniae-carbapenemasa (KPC) se utilizaron discos de ácido borónico (BBLTM) y ertapenem (10 μg BBLTM) según lo descrito por Nicola y cols.18. En esta prueba se utilizó como control positivo K. oxytoca LMM-SA26 (blaKPC-2).

Extracción del ADN genómico

La extracción del ADN total se realizó mezclando varias colonias provenientes de cultivos frescos en 200 µL de agua destilada estéril. Estas suspensiones se sometieron a ebullición durante 15 min. Los residuos celulares se separaron por centrifugación (13.000 g durante cinco min a temperatura ambiente) y el ADN disuelto en el sobrenadante se recuperó en un tubo Eppendorf estéril.

Detección de los grupos filogenéticos

Para la identificación del grupo filogenético, inicialmente se realizó una RPC múltiple para determinar los genes chuA, yjaA, arpa y el fragmento génico TspE4.C2. Para diferenciar el grupo C del A y el grupo E del D se realizaron dos RPC simples, donde se utilizaron oligonucleótidos dirigidos al gen trpA y arpA, respectivamente. Todas las reacciones se realizaron utilizando los iniciadores y condiciones previamente establecidas por Clermont y cols.11 (Tabla suplementaria 1). Los resultados fueron interpretados utilizando el esquema de Clermont y cols.11. Para estos ensayos se utilizaron como cepas control: E. coli 09-ULA (chuA+, yjaA+ y TspE4.C2 +), E. coli A038-ULA (arpA + y arpAgE +) y E. coli SC20-ULA (trpA +).

Detección de genes de virulencia

Se estudiaron seis genes de virulencia, incluyendo: cápsula polisacárida específica del grupo II (kpsMTII), adhesina de la fimbria tipo 1 (fimH), fimbria P (papAH), marcador de isla de patogenicidadICFT073 (PAI), yersiniabactina (sideróforo fyuA) y proteína específica uropatógena (usp). Los genes kpsMTII, fimH y PAI fueron detectados mediante una RPC múltiple y el resto (papAH, fyuAy usp) por RPC simple, utilizando los iniciadores y condiciones de amplificación previamente descritos12 (Tabla suplementaria 1). Las cepas control utilizadas en estos ensayos fueron E. coli LMM/E02-ULA (fimH+, fyuA+, kpsMTII + y PAI +), E. coli LMM/Sc03-ULA (papAH+) y E. coli LMM/E02-ULA (usp+).

Resultados

Un total de 17 aislados clínicos de ECUP fueron evaluados por el método de MDC frente a ocho antimicrobianos. En todas las cepas se confirmó fenotípicamente la producción de BLEE y de éstas 41% (7/17) se asoció a la síntesis de una carbapenemasa (KPC o MBL). Sin embargo, tres (18%) de las cepas resistentes al imipenem no resultaron positivas en la prueba fenotípica para carbapenemasas. También se observó resistencia a ciprofloxacina en 100% de los aislados.

Por otra parte, al analizar la distribución de las cepas con base en los grupos filogenéticos, se determinó que el filogrupo B2 (41%) fue el predominante, seguido de los grupos A y E con 23,5% (4/17) cada uno y sólo 12% (2/17) correspondió al filogrupo F (Tabla suplementaria 2). Todas las cepas del grupo A fueron productoras de BLEE y carbapenemasas, mientras que las clasificadas dentro del filogrupo F sólo sintetizaban BLEE y las del grupo B2 mostraron un perfil de resistencia más heterogéneo (Tabla suplementaria 2).

En relación a la presencia de genes de virulencia, los más frecuentes fueron fimHy fyuA con 82% (14/17) cada uno, seguidos de usp (53%), KpsMTII (47%) PAI (41%) y papAH (18%). Sólo un aislado clasificado en el filogrupo F fue positivo al conjunto de seis genes estudiados (Tabla suplementaria 2), mientras que dos cepas del grupo A sólo presentaron el gen fimH. La mayoría de los aislados pertenecientes a los filogrupos B2 y E presentaron entre tres y cinco genes de virulencia.

Discusión

Las ECUP incluidas en este estudio presentaron un alto porcentaje (mayor al 65%) de resistencia frente a los ocho antimicrobianos ensayados, resultado que es consistente con lo reportado por varios autores19,20, sobre la multi-resistencia de E. coli frente a los antimicrobianos.

Por otra parte, 65% de los aislados clínicos fueron resistente a carbapenemos y en 41% de éstos, el mecanismo de resistencia implicado fue la síntesis de carbapenemasas (KPC y MBL), lo que revela un cambio importante en el patrón de susceptibilidad frente a este grupo de antimicrobianos al compararlo con los resultados reportados en el 2014 por Abreu y cols.21, quienes señalaron que 100% de las cepas ECUP de origen hospitalario en Mérida-Venezuela, eran sensibles a carbapenemos. Es probable que al utilizar este grupo de antimicrobianos como opción terapéutica en infecciones causadas por bacterias productoras BLEE, se ejerciera presión selectiva y las bacterias rápidamente adquieran mecanismos para evadir la acción de estos antimicrobianos22.

De igual forma, el elevado porcentaje de resistencia (100%) frente a ciprofloxacina y la asociación de dicha resistencia con la síntesis de BLEE, se correlaciona con lo referido por Montañez-Valverde y cols.23, en cepas ECUP en Perú. Este hallazgo puede indicar la posible circulación de elementos genéticos que codifiquen información sobre mecanismos de resistencia a varias familias de antimicrobianos, aspecto que debe ser confirmado en estudios posteriores.

Con respecto a la distribución filogenética en las cepas de E. coli analizadas se observó, al igual que otros autores1,24 en Alemania (B2: 49%) y en Pakistan (B2: 44%) que el filogrupo B2 fue el más frecuente en cepas ECUP de origen hospitalario, mientras que un estudio realizado en Mérida-Venezuela con cepas ECUP de origen extra-hospitalario, predominó el filogrupo A (54%)12, evidenciándose que el origen de la cepa (hospitalario o extra-hospitalario) es una característica importante que se debe considerar cuando se establecen patrones particulares de distribución filogenética en cepas de E. coli25.

Si bien es cierto que la distribución de los FV en las cepas ECUP es heterogénea y que el potencial patogénico de estas cepas es multifactorial1,12,26, nuestros resultados sobre la fimbria tipo 1 (fimH) (82%) y el sideróforo yersiniabactina (fyuA) (82%) coinciden con los reportados por otros autores en Alemania25, Mongolia26, China27 y Venezuela12, apoyando así, lo referido por diversos autores sobre la importancia de los genes fyuA y fimH como indicadores claves de virulencia en cepas ECUP2.

El predominio de fyuA en ECUP puede estar relacionado con la alta afinidad por el hierro y la mayor estabilidad que tiene yersiniabactina con respecto a otros sideróforos28, aspecto importante para la captación y acumulación de hierro, sobre todo en el tracto urinario que es un ambiente tan limitado de este nutriente27. De igual forma, la fimbria tipo 1 (fimH) prevalece en cepas ECUP debido a que sus receptores específicos se encuentran en el uroepitelio favoreciendo la entrada al tracto urinario; además, promueve la formación de biopelículas facilitando la colonización de catéteres vesicales8, factor predisponente más frecuente (59%) en este estudio.

En relación al número de genes de virulencia, se determinó que la mayoría (71%) de las cepas ECUP analizadas contenían tres o más de los genes investigados. Al compararlo con lo reportado por Millán y cols.12, se observa una importante diferencia en la carga genética, ya que estos autores reportan que 61% de las cepas contenían dos o menos genes de virulencia. Esta característica, aunado a los mecanismos de resistencia detectados, revela el alto grado de virulencia de las ECUP analizadas, pudiendo junto a los factores inherentes al hospedero conllevar a que el cuadro clínico sea más grave en este grupo de pacientes7.

A pesar que una limitación del estudio fue el número reducido de cepas analizadas, estos hallazgos, representan un aporte importante en el ámbito científico de nuestra región, ya que permiten conocer cambios en la susceptibilidad antimicrobiana, así como, la carga genética que describe la potencialidad patogénica relacionada a los grupos filogenéticos en cepas ECUP que circulan en las dos instituciones de salud involucradas en el estudio.

Los hallazgos obtenidos en este trabajo permiten concluir que la distribución de las ECUP en los distintos grupos filogenéticos depende en gran medida de las características clínico epidemiológicas de los grupos de estudios y que es evidente que la diversidad de asociaciones entre genes de virulencia, perfiles de resistencia, síntesis de BLEE y carbapenemasas en las cepas ECUP evolucionan continuamente, planteando un reto importante en el tratamiento de las ITU.

Tabla Suplementaria 1 Descripción del protocolo para la detección de grupos filogenéticos y genes de virulencia mediante RPC en ECUP 

Tipo de RPC Gen o fragmento de ADN Secuencia del oligonucleótido 5′ ----- 3′ Amplificado (pb) Temperatura de alineación de cebadores* Composición de la mezcla de reacción Vf: 25 μl (22 μl mezcla + 3 μl de ADN) Ref.
RPC múltiple Grupos filogenéticos chuA chuA.1 b 5′-ATGGTACCGGACGAACCAAC-3′ 288 Aguabdu6 μl 11
chuA.2 5′-TGCCGCCAGTACCAAAGACA-3′ Buffer 10X 2 μl
yjaA yjaA.1 b 5′-CAAACGTGAAGTGTCAGGAG-3′ 211 59 °C dNTP's 10 mM 2 μl
yjaA.2b 5′-AATGCGTTCCTCAACCTGTG-3′ MgCI2 50 mM
Cebadores 20 pmol/μl
2 μl
TspE4.C2 TspE4C2.1 b 5′-CACTATTCGTAAGGTCATCC-3′ 152 (chuA.1 b, chuA.2, yjaA.1 b, yjaA.2b TspE4C2.1 b, TspE4C2.2b) 1 μl c/u
TspE4C2.2b 5′-AGTTTATCGCTGCGGGTCGC-3′ (AceK.f, ArpA1.r) 2 μlc/u
arpA AceK.f 5′-AACGCTATTCGCCAGCTTGC-3′ 400 Taqpolimerasa (5 U/μl) 0,4 μl
ArpA1 .r 5′-TCTCCCCATACCGTACGCTA-3′
RPC simples para filogrupos C o E trpA trpAgpC.1 5′-AGTTTTATGCCCAGTGCGAG-3′ 219 59 °C Aguabdu12,5μl 11
trpAgpC.2 5′-TCTGCGCCGGTCACGCCC-3′ Buffer 10X 2,5 μl
arpA ArpAgpE.f5 ‘-GATTCCATCTTGTCAAAATATGCC-3′ 301 57 °C dNTP's 10 mM 1,5 μl
ArpAg pE.r5′-GAAAAGAAAAAGAATTCCCAAGAG-3′ MgCI2 50 mM
Cebadores 1 0 pmol/μl
1,5 μl
(el par específicos del grupo C o E) 2 μl c/u
Taqpolimerasa (5 U/μl) 0,2 μl
RPC múltiple Genes de virulencia kpsMTIl KpsMTIIF 5′-GCGCATTTGCTGATACTGTTG-3′ 272 Aguabdu2,5μl 12
KpsMTIIR 5′-CATCCAGACGATAAGCATGAGCA-3′ Buffer 10X 2 μl
fimH fimHF 5′-TGCAGAACGGATAAGCCGTGG-3′ 508 63 °C dNTP's 10 mM 2 μl
firnHR 5′- GCAGTCACCTGCCCTCCGGTA-3′ MgCI, 50 mM Cebadores 1 0 pmol/μl 1,5 μl
PAI PAIF 5′-GGACATCCTGTTACAGCGCGCA-3′ 930 (KpsMTIIF, KpsMTI IR, flmHF, fimHR) 2,5 μl
PAIR 5′-TCGCCACCAATCACAGCCGAAC-3′ c/u
(PAIF y PAIR) 2μl c/u
Taqpolimerasa (5 U/μl) 0,3μl
RPC simples para otros genes de virulencia papAH papAHF 5′-ATGGCAGTGGTGTCTTTTGGTG-3′ 720 53°C Aguabdu12,5μl 12
papAHR 5′-CGTCCCACCATACGTGCTCTTC-3′ Buffer 10X 2,5 μl
fyuA fyuAF 5′-TGATTAACCCCGCGACGGGAA-3′ 880 63°C dNTP's 10 mM 1,5 μl
fyuAR 5′-CGCAGTAGGCACGATGTTGTA-3′ MgCI2 50 mM 1,5 μl
Cebadores 1 0 pmol/μl (El par específico del gen a detectar) 2,5 μl
usp uspF 5′-ATGCTACTGTTTCCGGGTAGTGTGT-3′ 1.000 57°C c/u
uspR 5′-CATCATGTAGTCGGGGCGTAACAAT-3′ Taqpolimerasa (5 U/μl) 0,2 μl

fimH: adhesina de la fimbria tipo 1; fyuA: yersiniabactina; usp: proteína específica uropatógena. KpsMTIl: cápsula polisacárida específica del grupo II; papAH: fimbria P; PAI: marcador de isla de patogenicidad ICFT07; (pb): pares de bases.

*En todos los casos las condiciones de amplificación se iniciaron con 5 min de precalentamiento, posteriormente se aplicaron 30 ciclos de 1 min a 94°C; seguido por 1 min a la temperatura de alineamiento específica para cada juego de cebadores y 1 min a 72°C, una vez cumplidos los 30 ciclos se aplicaron 7 min para la fase de extensión final. Vf: volumen final; Aguabdu: agua bidestiladaultrapura, Ref: referencia bibliográfica.

Tabla suplementaria 2 Perfil de resistencia y características genéticas de cepas ECUP estudiadas 

Código de cepa Perfil de resistencia Grupo filogenético Genes de virulencia
Tipo de -lactamasa* Resistencia asociada a otros antimicrobianos**
IAHULA
LMM-1147 BLEE+MBL CIP, AK A fimH
LMM-1195 BLEE+MBL CIP, AK A fimH
LMM-15131.1 BLEE+KPC CIP, AK A fimH, fyuA, usp
LMM-15131.2 BLEE+KPC CIP, AK A fimH, usp
LMM-1194.3 BLEE+KPC CIP, AK B2 fimH, fyuA, KpsMTII
LMM-1199 BLEE CIP E fimH, fyuA, usp
LMM-15494.2 BLEE CIP, AK, IMP F fimH, fyuA, papAH, KpsMTII, PAI
ULE
A-316 BLEE CIP, AK, IMP B2 fimH, fyuA, KpsMTII, PAI, usp
A-099 BLEE CIP, AK, IMP B2 fimH, fyuA, KpsMTII,
A-170 BLEE CIP, AK B2 fyuA,PAI
A-717 BLEE+MBL CIP, AK B2 fimH, fyuA, KpsMTII, usp
A-719 BLEE+KPC CIP, AK B2 fimH, fyuA, KpsMTII, PAI,usp
A-967 BLEE CIP B2 fimH, fyuA, papAH, KpsMTII,
A-038 BLEE CIP, AK E fyuA, PAI, usp
A-726 BLEE CIP, AK E fimH, fyuA, usp
A-767 BLEE CIP E fyuA, PAI
A-178 BLEE CIP, AK, IMP F fimH, fyuA, papAH, KpsMTII, PAI, usp

*Detección fenotípica

**Otros antimicrobianos no incluidos en el perfil de hidrólisis de las β-lactamasas detectadas; IAHULA: Instituto Autónomo Hospital Universitario de Los Andes; ULE: Unidad de Larga Estancia Ambulatorio Venezuela; BLEE: β-lactamasas de espectro extendido incluye resistencia a penicilinas, cefalosporinas, monobactámicos, piperacilina/tazobactam, ampicilina/sulbactam y amoxicilina/ácido clavulánico; MβL: metalo β-lactamasas; KPC: Klebsiella pneumoniae-carbapenemasa; CIP: ciprofloxacina; AK: amikacina; IMP: imipenem; fimH: adhesina de la fimbria tipo 1; fyuA: yersiniabactina; usp: proteína específica uropatógena; KpsMTII: cápsula polisacárida específica del grupo II; papAH: fimbria P; PAI: marcador de isla de patogenicidad ICFT07.

Este trabajo fue financiado a través del proyecto N° FA 598-16-03-B del Consejo de Desarrollo Científico, Humanístico y Tecnológico (CDCHT) de la Universidad de Los Andes.

Establecimiento(s) donde se realizó el trabajo: Laboratorio de Microbiología Molecular de la Facultad de Farmacia y Bioanálisis de la Universidad de Los Andes, Mérida-Venezuela (LMMFFB-ULA).

Referencias bibliográficas

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Recibido: 18 de Diciembre de 2019; Aprobado: 31 de Enero de 2020

Correspondencia a: Ana Ramírez Arocha, ramirezana@ula.ve

Conflictos de interés: los autores declaran no tener ningún conflicto de interés.

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