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Latin american journal of aquatic research

versión On-line ISSN 0718-560X

Lat. Am. J. Aquat. Res. vol.43 no.3 Valparaíso jul. 2015

http://dx.doi.org/10.3856/vol43-issue3-fulltext-12 

Research Article

 

Cultivo de larvas y juveniles de almeja voladora Euvola vogdesi (Pteroida: Pectinidae)

Larval and juvenile culture of Vogde's scallop Euvola vogdesi (Pteroida: Pectinidae)

 

Pablo Monsalvo-Spencer1, Teodoro Reynoso-Granados1, Gabriel Robles-Villegas1, Miguel Robles-Mungaray2 & Alfonso N. Maeda-Martínez1

1 Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste S.C., Instituto Politécnico Nacional 195 Playa Palo de Santa Rita Sur, La Paz, B.C.S., México
2
Acuacultura Robles, S.P.R. DE R.L., Privada, Quintana Roo 4120, La Paz, B.C.S., México
Corresponding author: Teodoro Reynoso-Granados (treynoso04@cibnor.mx)
Corresponding editor: César Lodeiros


RESUMEN. El trabajo describe por primera vez el desarrollo larvario hasta juvenil de Euvola vogdesi y las experiencias en el cultivo larvario de esta especie. Los reproductores en acondicionamiento gonádico alcanzaron la madurez total a los 42 ± 5 días. La inducción al desove se realizó con los métodos de shock térmico (18-20°C/20 min) e inyección intragonadal de serotonina (0,3 mL a 0,25 mM). En experimentos del efecto de las temperaturas 20, 23 y 25°C en el crecimiento larvario, se obtuvo a 25°C el mayor crecimiento. A esta temperatura, los cultivos larvarios con cambios en la densidad y dieta entre 1992 y 2001 mostraron diferencias significativas en el crecimiento, logrando disminuir el tiempo de cultivo larvario de 25 días a 11 días. En la etapa de pre-engorda, los juveniles de 3,5-4,0 mm de longitud de concha, tuvieron una supervivencia de 3-5%, a los 55 ± 5 días. Los juveniles de 6-7 mm de longitud presentaron las valvas características de los adultos, después de 25-30 días.

Palabras clave: Euvola vogdesi, Pectinidae, desarrollo, larvas, juveniles, acuicultura.


ABSTRACT. Our work describes embryonic, larval, and juvenile development of Euvola vogdesi and shows results of experimental larval culture of this species. Broodstock in the conditioning system reached total maturity of the gonad at 42 ± 5 days. Breeders were induced to spawning with thermal shock methods (18-28°C/20 min) and with intragonadal serotonin injection (0.3 mL to 0.25 mM). The experiments of temperature effect on larval growth (20, 23, and 25°C) showed that the highest growth in shell length was achieved at 25°C. Larval growth achieved in 1992, 1999, and 2001 showed significant differences. After 9 years of technical improvements to optimize larval production, we have been able to decrease culture time from 25 to 11 days from fertilization to the plantigrade stage. After metamorphosis, postlarvae developed ornamentation in the disoconch, acquiring the species typical morphology. Juveniles from 3.5-4.0 mm in length had a survival of 35%, at 55 ± 5 days in pre-fattening. Juveniles of 6-7 mm in length showed the characteristic valves of adults after 20-25 days of fattening.

Keywords: Euvola vogdesi, Pectinidae, development, larvae, juveniles, aquaculture.


 

INTRODUCCIÓN

La almeja voladora Euvola vogdesi Arnold, 1906, sostuvo una importante pesquería desde 1968; en 1972 y 1987 se capturaron 4680 y 5000 ton de callo (músculo aductor) en el noroeste del Pacífico mexicano y Golfo de California; sin embargo, la pesquería de esta almeja colapsó en 2006 (SAGARPA, 2006). Esta especie alcanza una talla máxima de 100 mm de altura de concha, con un callo de 10 g de peso fresco (Peña, 2001). La almeja voladora ha sido sobreexplotada en Baja California Sur, México (Aguilar-Ruiz, 1975; Tripp-Quezada, 1985; Diario Oficial de la Federación, 2004; Félix-Pico, 2006) y algunos autores han señalado que la explotación de esta especie la tiene en peligro de extinción (Cariño & Monteforte, 2008).

Monsalvo-Spencer (1994) realizó los primeros experimentos para obtener juveniles (semillas) de almeja voladora en laboratorio, y existen algunos trabajos sobre la recolecta de juveniles en campo (Singh-Cabanillas & Bojórquez-Verástica, 1987; Ruiz-Verdugo & Cáceres-Martínez, 1990, 1991; Tobías-Sánchez & Cáceres-Martínez, 1994), así como al cultivo en suspensión y a profundidad, empleando canastas Nestier (Rascón & Farell, 1984; Cáceres et al., 1989; Ruiz-Verdugo & Cáceres-Martínez, 1990, 1991). La mayoría de los cultivos realizados no trascendieron a nivel comercial, debido a la explotación de reemplazo por especies como almeja catarina Argopecten ventricosus, almeja mano de león Nodipecten subnodosus, almeja chiluda Panopea generosa y callo de hacha Atrina maura (Massó-Rojas, 1996; Maeda-Martínez et al., 2001).

Este trabajo describe por primera vez el desarrollo embrionario, larvario y juvenil de almeja voladora, y muestra las experiencias en el cultivo de larvas hasta juveniles de esta especie realizadas desde 1992 en el Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C. (CIBNOR), La Paz, B.C.S., México.

MATERIALES Y METODOS

Recolecta de almejas

En 1992 y 1995 los adultos de E. vogdesi se recolectaron mediante buceo autónomo en el estero Rancho Bueno, Bahía Magdalena, B.C.S. y en 1999 y 2001 en la Bahía de los Ángeles, B.C., México (Fig. 1). Se realizaron tres recolectas por año, en cada una se capturaron 140 almejas con madurez avanzada y madurez total (estadio III y IV, escala de Sastry, 1963), de 58 a 100 mm de longitud de concha y fueron transportados al laboratorio del CIBNOR en contenedores térmicos de 150 L, con ambiente húmedo; la temperatura se mantuvo entre 14 y 16°C utilizando hielo en bolsas. La determinación del estadio gonadal se realizó por observación directa cuando la almeja abría las valvas al sacarla del agua, sin necesidad de sacrificar al ejemplar. Las almejas maduras fueron inducidas al desove para la obtención de larvas.

 

Figura 1. Localización de las áreas de colecta de almeja
voladora Euvola vogdesi.

 

Acondicionamiento gonádico e inducción al desove

El método de acondicionamiento gonádico se aplicó todos los años analizados y consistió en hacer 10 lotes de 10 almejas desovadas (estadio I). Cada lote se colocó en un contenedor rectangular de plástico de 60 L con agua marina filtrada a 1 μm, a 24 ± 1°C, salinidad de 38-40 ups, pH 7,8-8,0 y oxígeno disuelto de 6,0-6,5 mg L-1. Los ejemplares se alimentaron con una mezcla de las microalgas Isochrysis galbana, Chaetoceros gracilis y C. calcitrans, en proporción 2:1:1 respectivamente, manteniendo una concentración de 12-15x104 cel mL-1. Las heces se eliminaron mediante sifón cada 24 h. El recambio de agua fue de 50% cada 72 h; utilizando un flujo de 125 mL/min/contenedor, conservando la temperatura del acondicionamiento.

En 1992 y 1995 las almejas fueron inducidas al desove con el método de shock térmico utilizando grupos de 10 almejas colocadas en contenedores de 60 L a 18 ± 0,5°C/20 min y posteriormente transferidas a otro contenedor con agua marina a 28 ± 0,5 °C/20 min; este proceso se repitió tres veces.

En 1999 y 2001 se utilizó el método de inyección intragonadal de 0,3 mL de serotonina a 0,25 mM (sulfato de creatinina 5-Hidroxytryptamina) (Sigma Co.), a cada ejemplar de los grupos de 10 almejas (Tanaka & Murakoshi, 1985).

Al ocurrir la liberación de algún tipo de gameto, por cualquiera de los dos métodos, la almeja fue cambiada a otro contenedor para separar los espermatozoides de los ovocitos. Los reproductores que liberaron ovocitos se colocaron en una canasta Nestier, suspendida en un contenedor de fibra de vidrio de 5000 L con agua marina filtrada a 1 μm y aireación moderada. Al finalizar la expulsión de ovocitos, se adicionó una mezcla de espermatozoides provenientes de varios ejemplares para fertilizarlos, utilizando una proporción espermatozoides: ovocito de 6:1 (Loosanoff & Davis, 1963).

Cultivo de larvas y juveniles

Los cultivos larvarios se basaron en las técnicas estándar para el cultivo de moluscos bivalvos (Loosanoff & Davis 1963; Walne, 1985). En la Tabla 1, se muestran cambios en la densidad, dieta, y sustrato de fijación realizados desde 1992 hasta 2001, los cuales permitieron determinar las técnicas actuales de producción larvaria.

 

Tabla 1. Condiciones de los cultivos de larvas de almeja voladora Euvola vogdesi, en los
años 1992, 1995, 1999 y 2001, en el laboratorio del CIBNOR, B.C.S., México. ISO: Isochrysis
galbana,
CCAL: Chaetoceros calcitrans, CGRA: Chaetoceros gracilis.

 

El siguiente procedimiento se realizó en los diferentes años de cultivo: en el mismo contenedor de la fecundación se efectuó el cultivo de embriones (15 embriones mL-1) por triplicado. Cuando los embriones alcanzaron el estadio larvario velíger "D" a las 22-24 h, se retuvieron y lavaron en un tamiz con malla de nylon de 45 μm y se colocaron en un tanque similar al de la fecundación, con agua filtrada y aireación moderada; en este paso se realizó un conteo de larvas utilizando cinco alícuotas de 2 mL de cada tanque de cultivo. El agua se recambió al 100% cada 48 h, las larvas se retuvieron en tamices con diferentes aperturas de mallas en función de su crecimiento (30, 45, 54, 60, 70, 85, 95, 112, 132, 140, 150, 160 y 170 μm). Posterior a cada recambio de agua se desecharon las larvas inferiores de la moda larvaria hasta su fijación. Se tomó una muestra de 20 organismos de cada estadio por triplicado, desde embrión hasta juvenil, para la descripción del desarrollo ontogénico. Las muestras se observaron en un microscopio compuesto y/o estereoscópico para la toma de fotografías y medición del diámetro, longitud y altura en los embriones y la longitud y altura de la concha en larvas y juveniles utilizando un ocular micrométrico. Las muestras se fijaron en una solución Davidson al 4%.

Con cultivos realizados en 1992, se determinó el efecto de la temperatura a 20, 23 y 25°C en el crecimiento y supervivencia de las larvas. Las larvas se cultivaron a una densidad de 15 larvas mL-1, en tanques de 1000 L de fibra de vidrio con agua de mar filtrada a 1 μm. Las larvas se alimentaron con 5×104 cel mL-1 de I. galbana, durante los primeros cinco días, aumentando la concentración a 10×104 cel mL-1 hasta la fase de asentamiento-metamorfosis. Considerando los resultados de este experimento, se eligió la temperatura en que ocurrió el mejor crecimiento y supervivencia para los cultivos larvarios de los años subsecuentes.

La dieta de los experimentos con larvas de 1992, también se aplicó a los cultivos larvarios de 1995. Posteriormente, la dieta se modificó en 1999, manteniéndose hasta el 2001, utilizando I. galbana, C. calcitrans y C. gracilis a las concentraciones de 2, 3 y 10×104cel mL-1 respectivamente, durante el cultivo larvario hasta la fijación, se siguieron los procedimientos convencionales de los criaderos de bivalvos (Di Salvo et al., 1984; Pereira, 2004). En la etapa de fijación, en 1992 y 1995 se emplearon 16 bolsas cebolleras de 70×50 cm en tanques de fibra de vidrio cónicos de 500 L. En 1999 y 2001 se utilizaron 48 bolsas de nylon de 65×35 cm en tanques de igual material y forma, pero de 5.000 L.

La siguiente etapa de pre-engorda de las postlarvas, se continuó en los mismos tanques de fijación, con 4-5 postlarvas mL-1 en 1992, reduciéndola a 2-3 postlarvas mL-1 en 1999, y a 1-2 postlarvas mL-1 en 2001. En todos los años se alimentó con una mezcla de 1,5×105 cel mL-1 de I. galbana, C. calcitrans, y C. gracilis, en una proporción 3:2:1, respectivamente a 25 ± 1°C, 38-40 ups, pH 7,8-8,0 y 6,0-6,5 mg L-1 de oxígeno disuelto. Estos parámetros se mantuvieron a lo largo de todos los años. La etapa de pre-engorda finalizó a los 55-60 días, cuando los juveniles alcanzaron la talla de 3,5-4,0 mm de longitud de la concha. Posteriormente, los juveniles se desprendieron del sustrato, se contabilizaron, incluyendo aquellas semillas fijadas en el fondo y paredes del tanque, y se transportaron al campo para su engorda.

Medición y análisis estadístico

Los datos de longitud de la concha fueron considerados para determinar el parámetro de crecimiento de larvas. Para determinar diferencias significativas (P < 0,05) del crecimiento larvario a las temperaturas 20, 23 y 25°C, y el crecimiento larvario de los cultivos en 1992, 1999 y 2001, se aplicó un análisis de varianza (ANOVA) de una sola vía, y para comparar la homogeneidad de las medias se aplicó la prueba de Tukey. También, se determinó la tasa de crecimiento mediante los modelos de regresión exponencial.

RESULTADOS

Acondicionamiento gonádico e inducción al desove

De las 100 almejas desovadas y acondicionadas a la madurez gonadal, el 80 ± 5% de la porción femenina y el 100% de la porción masculina alcanzaron la completa madurez a 42 ± 5 días. Las almejas recolectadas con madurez avanzada (estadio III) en 15 días alcanzaron la madurez total (estadio IV). Estos resultados se obtuvieron en todos los años de experimentación. Las almejas liberaron ambos tipos de gametos con los métodos de shock térmico e inyección de serotonina. Con el shock térmico se obtuvo un desove de 65-70% de los ejemplares a 2-5 h después de la aplicación de dos ciclos. El desove de espermatozoides no fue total, al permanecer la pigmentación blanquecina en la porción testicular. Después de un periodo de reposo (15-60 min) se observó la liberación de ovocitos en forma parcial o total.

En el método de la inyección intragonadal de serotonina se obtuvo la liberación total de los espermatozoides en el 100% de las almejas. Después de un periodo de reposo de 15-45 min, se observó la liberación de los ovocitos de forma total. En los dos métodos de inducción al desove se logró una fecundación de 85-90%, y 90 ± 5% de larvas velíger "D" normales.

Cultivo experimental y producción de larvas

El tiempo de ocurrencia y morfometría de los estadios del desarrollo embrionario, larvario y juvenil de la almeja voladora E. vogdesi se presenta en la Tabla 2. Los siguientes cambios de la morfología corresponden al desarrollo de la especie: los ovocitos sin fecundar e hidratados son esféricos. Después de la fecundación, continuó el desarrollo característico de los moluscos bivalvos pectínidos, formándose el primer y segundo cuerpo polar de diámetro similar (Fig. 2a). Luego, ocurrió la primera división celular con la formación de dos células (blastómeros) y posteriormente la fase transitoria llamada "trébol" (Verdonk & Van den Biggelaar, 1983), con dos células de igual tamaño, y un lóbulo polar de mayor diámetro (Fig. 2b). Después ocurrió la segunda división, originando cuatro células, tres de ellas de igual tamaño, y una cuarta célula de mayor diámetro (Fig. 2c). A continuación, sucedieron múltiples divisiones celulares que originaron el estadio de blástula de forma semicircular.

 

Tabla 2. Estadios de desarrollo de almeja voladora Euvola vogdesi desde embrión hasta
juvenil en condiciones de laboratorio a 25 ± 1°C. El tiempo 0 corresponde a la fecundación
del ovocito. long: longitud. DE: desviación estándar.

 

Figura 2. Estadios de desarrollo de la almeja voladora Euvola
vogdesi
a partir del ovocito fecundado hasta juvenil. a) ovocito
con cuerpos polares, 1CP: primer cuerpo polar, 2CP: segundo
cuerpo polar, O: ovocito, b) estadio transitorio de tres células,
B: blastómero, LP: lóbulo polar, c) estadio de cuatro células,
d) gástrula temprana, IN: invaginación celular, e) trocófora,
F: flagelo, f) estadio velíger, EC: elevación central de las valvas
bajo de la charnela, g) larva umbada, U: umbo, h) postlarva,
D: disoconcha, HL: hueco de la inserción del ligamento de la
charnela, i) postlarva, CB: canal de la muesca del biso, AU:
aurículas de la concha, j) juvenil, C: costillas, VD: valva
derecha, VI: valva izquierda.

 

En la fase temprana de gástrula, ocurrió una invaginación en uno de sus extremos (polo vegetal), como un pozo poco profundo, que asemeja la forma de una silla de montar (Verdonk & Van den Biggelaar, 1983) (Fig. 2d). El estadio de gástrula es semicircular, con cilios en la periferia, y movimientos rotatorios. Posteriormente, se desarrolló el primer estadio larvario denominado trocófora (Fig. 2e), de la cual se originó el estadio velíger, con una concha en forma de "D" a las 22-24 h. A partir de este estadio las larvas se alimentaron con microalgas. La concha es robusta con una pendiente relativamente elevada semicurvada, concéntrica, desvaneciéndose al resto de la concha (Fig. 2f). Conforme al crecimiento de la larva, la charnela recta de la concha, se engrosó por el desarrollo de cavidades dentadas en los extremos de la charnela. Las valvas de la concha adoptaron una forma cóncava, y se fue perdiendo la charnela recta al originarse el umbo, este estadio fue evidente en larvas de 110 μm de longitud y 128 μm de altura. En larvas de 180 μm de longitud y 209 μm de altura, se distinguieron órganos indicadores de la etapa del asentamiento y metamorfosis, como un pie rudimentario, y la mancha ocular de forma semicircular (Fig. 2g). En postlarvas de 209 μm de longitud y 246 μm de altura se inició el desarrollo de las características de la concha de esta especie por la secreción de la disoconcha en la periferia de la prodisoconcha (Fig. 2h). En una de las valvas, se inició el desarrollo de la muesca del biso en forma de canal en la disoconcha. En postlarvas de 225 μm de longitud y 315 μm de altura, la muesca del biso fue muy evidente en el extremo izquierdo de la concha, con el desarrollo de las aurículas en los extremos laterales del umbo (Fig. 2i). En organismos de 535 μm de longitud y 610 μm de altura se observaron los pliegues del manto, branquias, tentáculos y ocelos sin pigmentación. En postlarvas de 1125 μm de longitud y de 1200 μm de altura, se inició la formación de las costillas, y en aquellas de 1300 μm de longitud se completó el desarrollo de 20 costillas con un surco central fino en las valvas, ocelos con pigmentación, y las dos valvas fueron convexas.

Las postlarvas alcanzaron 3,5-4,0 mm de longitud de la concha a los 55-60 días de cultivo, se desprendieron del sustrato y se transportaron al estero Rancho Bueno, en Bahía Magdalena (Fig. 1), para su engorda en un sistema de cultivo en suspensión utilizando canastas Nestier. En el campo, el estadio juvenil se alcanzó a 6-7 mm, a 25-30 días de engorda, al diferenciarse la valva izquierda plana que encaja ligeramente en el interior de la valva derecha convexa, adquiriendo la concha la forma característica de los adultos (Fig. 2j).

El crecimiento de las larvas hasta el estadio plantígrado a temperaturas de 20, 23 y 25°C, se muestra en la Figura 3. En ninguna de las tres temperaturas fue notorio el crecimiento durante los primeros 15 días de cultivo; la supervivencia fue de 60%. Después de este tiempo, hubo un crecimiento exponencial con una supervivencia de 30% al final entre los 24-32 días de cultivo. Aunque no hubo diferencia significativa entre tratamientos (P > 0,05), se observó en los modelos de regresión exponencial una desigualdad en el crecimiento a 20 y 23°C, las tasas de crecimiento fueron menores con incrementos de 5,5 ± 0,5 μm día-1, con un mayor tiempo de cultivo de 31 ± 1 días, en tanto que a 25°C la tasa de crecimiento fue mayor con incrementos de 7,5 ± 0,5 μm día-1, con un menor tiempo de cultivo de 25 ± 1 días. En la Figura 4, se muestra el crecimiento larvario hasta el estadio plantígrado de la almeja voladora de los cultivos en 1992, 1999 y 2001, cuando ocurrieron cambios en los tratamientos de los cultivos de larvas. Se encontró diferencias significativas entre los crecimientos larvarios de los tratamientos de cada año (P < 0,05) y estas diferencias también se muestran en los modelos de regresión exponencial. En los primeros cultivos larvarios de 1992 tuvieron una baja tasa de crecimiento (7,5 ± 0,5 μm día-1), con un mayor tiempo de cultivo (25 ± 1 días) y los cultivos larvales en 2001 tuvieron una mayor tasa de crecimiento (16,5 ± 0,5 μm día-1) alcanzando una ganancia del 41-45% en el crecimiento al disminuir el tiempo de cultivo desde la fecundación hasta el estadio plantígrado de 25 días a 11 días.

 

Figura 3. Crecimiento de larvas hasta el estadio plantígrado
de la almeja voladora Euvola vogdesi a 20, 23 y 25°C en cultivo
realizado en 1992.

 

Figura 4. Crecimiento de larvas hasta el estadio plantígrado de
la almeja voladora Euvola vogdesi a 24 ± 1°C en los años 1992,
1999 y 2001.

 

En los cultivos de pre-engorda existieron diferentes producciones de semillas entre 1992 y 2001 (Fig. 5). En 1992 se cosecharon 14.000 postlarvas (semillas). Esta cantidad aumentó ocho veces de 1995 a 2001. La supervivencia de post-larvas hasta la talla de 3,5-4,0 mm de longitud de concha fue de 3 a 5%. Las postlarvas de 6-7 mm de longitud alcanzaron el estadio juvenil, al presentar las valvas características de los adultos, después de 25-30 días de engorda en canastas Nestier en el sistema de cultivo en suspensión.

 

Figura 5. Producción de juveniles de 3,0-3,5 mm de longitud
de concha de la almeja voladora Euvola vogdesi
en el laboratorio
del CIBNOR, S.C., La Paz, B.C.S. (Modificada de SAGARPA, 2006).

 

DISCUSIÓN

En México, la almeja voladora E. vogdesi y la almeja catarina A. ventricosus tuvieron analogías en la pesquería y comercialización. En la década de los 60's, la extracción de ambas especies se combinó en los registros de captura (Félix-Pico, 2006). A partir de los 70's, se llevó un registro de la captura de cada especie, y en 1975 se reconoció el colapso pesquero de E. vogdesi (Pineda-Barrera & López-Salas, 1972; Holguin, 1997). Por otra parte, los resultados de las experiencias del cultivo de la almeja catarina fueron aplicados en la acuicultura de la almeja voladora en 1992, debido a las similitudes de su biología básica (Barber & Blake, 1991). En la acuicultura de ambas especies, en la etapa de acondicionamiento gonádico, la mayoría de los reproductores alcanzan la madurez sexual en 45 días, a 25°C, cuando los reproductores de A. ventricosus se alimentan con Isochrysis sp., Chaetoceros gracilis y Dunaliella tertiolecta (Avilés & Muciño, 1988; Robles-Mungaray & Serrano-Guzmán, 1995). En el presente trabajo, los reproductores de almeja voladora maduraron con una dieta de I. galbana, C. gracilis y C. calcitrans, en proporción 2:1:1 respectivamente, registrándose el 100% de supervivencia después del desove. Estos resultados, concuerdan con los obtenidos por Farías-Molina (2001), quién indica que la temperatura, cantidad y calidad del alimento son factores importantes para la madurez de la gónada, para obtener un desove exitoso y un alto índice de fecundidad en pectínidos. Las almejas catarina y voladora son hermafroditas funcionales (Barber & Blake, 1991), por lo que han tenido respuestas similares en los métodos de inducción al desove por shock térmico e inyección intragonadal de serotonina. En almeja catarina la emisión de espermatozoides ocurre con variaciones escalonadas de temperatura de 24 a 27°C en 60 min (Lora-Vilchis et al., 1997). Sin embargo, el método de shock térmico no es 100% eficiente ya que, en esta especie, el desove no siempre se obtiene, a pesar que las gónadas estén maduras (Monsalvo-Spencer et al., 1997), y se encuentren los reproductores en el periodo natural de desove. Esta respuesta también se presentó en la almeja voladora. Por tal motivo, en este trabajo se aplicó serotonina inyectada en la gónada como método efectivo para la inducción al desove. En diferentes trabajos se ha determinado la dosis de la serotonina a emplear, porque la respuesta depende de la especie (Martínez et al., 1996). Este es el caso de los pectínidos Euvola ziczac (Vélez et al., 1990), A. ventricosus (Lora-Vilchis et al., 1997, 2003; Monsalvo-Spencer et al., 1997), A. purpuratus y A. irradians (Gibbons & Castagna, 1984; Vélez et al., 1990; Martínez et al., 1996). En la almeja catarina como en la almeja voladora, la inyección intragonadal de 0,3 mL de serotonina a concentración 0,25 mM es 100% efectiva para liberar espermatozoides, en tanto que la liberación de ovocitos ocurre como efecto secundario; posterior a esta liberación de ovocitos se vuelven a liberar espermatozoides. Esta forma de desove es un problema en las granjas de cultivo de pectínidos hermafroditas funcionales, porque es difícil separar los gametos masculinos de los femeninos para poder hacer la fecundación.

En los cultivos larvarios realizados en este trabajo, en los que se aplicó el método de shock térmico y el método clásico para la fecundación, que consiste en cuantificar los gametos obtenidos del desove para mezclarlos en una proporción óptima, resultó práctico con pocos organismos, pero no fue efectivo al incrementar el número de organismos. Este problema fue solucionado en el cultivo de la almeja catarina aplicando desoves masivos (Robles-Mungaray & Serrano-Guzmán, 1995), donde no se controla la proporción ovocito-espermatozoide, sino que se mantiene un número determinado de reproductores por volumen. Esta técnica de desove masivo es muy usada en las granjas de cultivo comerciales y se ha aplicado a una variedad de especies de moluscos bivalvos (Uriarte et al., 2001).

Con esta técnica, uno de los principales problemas es la polispermia, que origina el desarrollo de larvas anormales (Concha et al., 2011) y altas mortalidades durante los primeros días de cultivo (Avendaño et al., 2001), por lo tanto, el porcentaje de larvas "D" normales es un parámetro importante de evaluación. En el presente trabajo, en 1999 y 2001 se obtuvo el ≥85% de larvas "D" normales 22-24 h, que resulta comparativamente equivalente a los reportes previos de almeja catarina (Robles-Mungaray & Serrano-Guzmán, 1995) y Chlamys pupurata en que este es un porcentaje adecuado a nivel comercial (Di Salvo et al., 1984).

En términos generales, la almeja voladora presenta los estadios característicos de la biología de desarrollo de los moluscos pectínidos y la comparación con otras especies de pectínidos permitió identificar las características morfológicas de la especie. El tamaño de los ovocitos de la almeja voladora es similar a los de Pecten maximus, así como la presencia de una charnela robusta por los espacios de los seudodientes en el estadio velíger (Nicolas et al., 1995). Como en la mayoría de los pectínidos, las características morfológicas específicas de la almeja voladora se observaron después de la metamorfosis, con la secreción de la disoconcha, cuando se fue adquiriendo la morfología del adulto, al formarse las costillas, aurículas de la concha, y el desarrollo de la concha con una valva convexa y una valva plana.

En los resultados del experimento del efecto de la temperatura en el crecimiento de larvas no se observó ningún incremento rápido en la longitud de la concha durante los primeros 15 días, esto se puede atribuir a diversos factores tales como la alta densidad larvaria (15 larvas mL-1), baja cantidad (5×104 cel mL-1) y tipo de microalgas (dieta monoespecífica). Estos efectos negativos se solucionaron aumentando la cantidad de microalgas y disminuyendo la supervivencia larvaria, favoreciendo el crecimiento exponencial a partir de 1os 15 días. En las granjas de moluscos bivalvos, el control de la temperatura, cantidad y calidad de la dieta, y densidad larval, desde el estadio embrionario hasta la etapa del asentamiento, ha permitido reducir el tiempo de cultivo de las especies con una alta supervivencia (Ibarra et al., 1997; Uriarte et al., 2001). En este trabajo, se realizaron los cultivos larvales de almeja voladora a 25°C, con dietas mixtas que son más nutritivas que las monoespecíficas (Farías-Molina, 2001), y aplicando una reducción de la densidad de 10 a 1-2 larvas mL-1 en la etapa del asentamiento. Esto hizo posible disminuir el tiempo de los cultivos desde la fecundación hasta el asentamiento de 25 a 11 días. También, este avance ha ocurrido en especies de pectínidos como la almeja catarina, al disminuir el tiempo de cultivo larval de 15 a 9 días (Robles-Mungaray & Serrano-Guzmán, 1995).

En los cultivos de pectínidos, en la etapa del asentamiento, generalmente se utiliza una densidad de 1-2 larvas mL-1 (Uriarte et al., 2001). En otras especies de bivalvos, como Anadara sp., se utiliza una densidad de hasta 5 larvas mL-1, obteniendo una alta supervivencia cuando se utilizan bolsas cebolleras y de nylon (Broom, 1983; Reynoso-Granados et al., 1999). Abarca et al. (1994) reportaron que el proceso de asentamiento en pectínidos, puede retrasarse dependiendo de las condiciones del substrato. En este trabajo, en 1992 y 1995, el sustrato utilizado (bolsa cebollera) para el asentamiento no fue un problema, pues se obtuvo el 90% de fijación y 80% de supervivencia al final de la metamorfosis. Este porcentaje es considerado alto en comparación con algunas especies de pectínidos, como P. maximus, que presenta una supervivencia post-larval de 18% (Nicolas et al., 1995).

En este trabajo, el porcentaje de supervivencia de los juveniles no fue mayor de 3-5% al final de la pre-engorda, a pesar que la temperatura y cantidad de alimento se mantuvieron constantes. Este factor es negativo, ya que con el crecimiento de los juveniles la competencia por el alimento aumenta y esto no pudo ser compensado porque se mantuvo una misma concentración de alimento durante el tiempo del cultivo. Los resultados de supervivencia de juveniles de pectínidos con respecto al crecimiento, densidad y alimentación han sido descritos en diferentes trabajos, siendo evidente en Argopecten nucleus y Nodipecten nodosus (Velasco & Barros, 2008). Por otra parte, en la pre-engorda no se manipularon los organismos durante los recambios de 100% del agua. Esta medida de manejo fue positiva al impedir la fractura de la disoconcha de los juveniles evitando su mortalidad (Maeda-Martínez et al., 1995). También, los recambios de agua evitaron la proliferación de agentes patógenos como bacterias que pueden producir necrosis bacilar (Sainz et al., 1998). Por lo tanto, es necesario aplicar sistemas específicos (e.g., sistema de flujo continuo, recirculación de agua) para el cultivo en etapa de pre-engorda de juveniles de la almeja voladora, para aumentar la supervivencia, como ha ocurrido en Argopecten gibbus, usando un sistema de flujo continuo (Sarkis, 2008) y en A. purpuratus, aplicando un sistema de recirculación (Merino et al., 2009).

En México, ya no existe demanda por parte del sector productivo de almeja voladora, debido a que existe una pesca de reemplazo en el campo con otras especies de bivalvos. Este trabajo demuestra que el cultivo de la almeja voladora puede proveer organismos para recuperar las poblaciones naturales lo que contribuirá a la conservación de la biodiversidad en el medio ambiente.

AGRADECIMIENTOS

Agradecemos a César Ruíz Verdugo su apoyo en los cultivos de larvas, a Cynthia Aldana Avilés por el cultivo de microalgas, a Edilmar Cortés Jacinto y Olimpia Chong Carrillo por la revisión del manuscrito y a Diana Dorantes por la edición del texto en inglés.

 

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Received: 20 January 2014;
Accepted: 30 January 2015

 

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