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Latin american journal of aquatic research

versión On-line ISSN 0718-560X

Lat. Am. J. Aquat. Res. vol.44 no.1 Valparaíso mar. 2016

http://dx.doi.org/10.3856/vol44-issue1-fulltext-8 

 

Research Article

 

Bacteria Pseudoaltermonas sp. con potencial probiótico para cultivos larvales de peces

Bacterium Pseudoalteromonas sp. potential probiotic for larval fish culture

 

Camila Sayes2, Yanett Leyton1 & Carlos E. Riquelme2

1Departamento de Biotecnología, Facultad de Ciencias del Mar y Recursos Biológicos Universidad de Antofagasta, Antofagasta, Chile.
 2Centro de Bioinovación, Facultad de Ciencias del Mar y Recursos Biológicos Universidad de Antofagasta, Antofagasta, Chile
.

Corresponding author: Camila Sayes (camila.sayes@gmail.com)
Corresponding editor: Sandra Bravo


RESUMEN. El pez dorado, Serióla lalandi, es una especie marina pelágica de alta demanda comercial a nivel nacional e internacional. La sobrevivencia larval en cultivo es baja, lo cual es atribuido, entre otros factores, a la baja calidad de las larvas. El uso en cantidades adecuadas de bacterias probióticas en el cultivo larval de diferentes organismos ha evidenciado que mejora la sobrevivencia del hospedador. En base a estos antecedentes el objetivo fue aislar e identificar bacterias desde la microbiota de S. lalandi que cumplan con características de potenciales probióticos. Para lo cual se aislaron 46 cepas desde juveniles y larvas de S. lalandi, que fueron identificadas a nivel molecular mediante el análisis del gen 16S RNAr. Además, se realizaron pruebas filogenéticas, antibacterianas, hemolíticas, lipolíticas y proteolíticas. Los resultados demostraron que del total de bacterias aisladas, el 42% pertenece al género Pseudoalteromonas, nueve de las cuales presentaron actividad inhibitoria contra bacterias patógenas, de éstas, solo una resultó negativa para hemolisis, proteolisis y lipolisis. De acuerdo a los resultados obtenidos se propone incorporar la bacteria Pseudoalteromonas sp. como potencial probiótico mezclado con microalgas para alimentar rotíferos y artemias (vectores) usados tradicionalmente en cultivos larvales de S. lalandi.

Palabras clave: Pseudoalteromonas sp., Seriola lalandi, larvas, probióticos, inhibición, acuicultura.


ABSTRACT. Seriola lalandi is a pelagic marine species with high market demand national and internationally. However the larval survival in culture is low, which is attributed, among other factors, to the low quality of the larvae. The use of probiotic bacteria in appropriate amounts, in the larval culture of different organisms, has shown to improve the survival of the host. Based on this background our objective was to isolate and identify the bacteria from S. lalandi microbiota that show potential probiotic characteristics. For this purpose, 46 strains were isolated from S. lalandi juveniles and larvae, identified at the molecular level by analyzing the 16S rRNA gene. The following tests were performed as well: phylogenetic, antibacterial, hemolytic, proteolytic and lipolytic. The results showed that the total isolated bacteria, 42% belong to the genus Pseudoalteromonas, and nine presented inhibitory activity against pathogenic bacteria, of these, only one was negative for hemolysis, proteolysis and lipolysis. Based on the results, it is proposed to incorporate the bacteria Pseudoalteromonas sp. as potential probiotic adding it mixed with microalgae that are fed rotifers and artemia (vectors), which are traditionally used in the larval cultures of S. lalandi.

Keywords: Pseudoalteromonas sp., Seriola lalandi, larvae, probiotic, inhibition, aquaculture.


 

INTRODUCTION

Seriola lalandi es una especie marina cuya actividad acuícola depende de la captura de juveniles del medio natural y se desarrolla principalmente en Japón, Australia y Nueva Zelanda (Moran et al., 2007a). Esta especie es migratoria y llega al norte de Chile como juvenil y adulto, especialmente entre Antofagasta y Coquimbo, donde se localiza su mayor actividad pesquera de tipo artesanal. Entre las características que hacen atractivo su cultivo se mencionan: altas tasas de crecimiento, altos niveles de conversión alimenticia, resistencia a altas densidades de cultivo, docilidad y demanda internacional creciente (Poortenaar et al., 2001).

La obtención de su ciclo de vida completo se ha visto limitada por su baja sobrevivencia en las etapas de cultivo, atribuida a la producción de huevos y embriones de baja calidad (Carnevali et al., 2001).

Los probióticos se definen como: microorganismos vivos que administrados en cantidades adecuadas como alimento o suplemento alimenticio tienen efectos beneficiosos sobre el equilibrio microbiológico intestinal del hospedador (Sihag & Sharma, 2012; Saad et al., 2013). Hay varios estudios que indican que los probióticos, ya sea individualmente o en combinación, pueden mejorar el sistema inmunológico de los peces convirtiéndose en una alternativa válida en su larvicultura para reducir su alta mortalidad. (Dimitroglou et al., 2011). De la especificidad del probiótico, depende el aumento de beneficios sobre el hospedero. Al respecto Bhandari et al. (2010) y Klose et al. (2010) sugieren que el aislamiento de cepas nativas probióticas específicas de cada especie, favorece su establecimiento en el intestino y las interacciones con la microbiota residente. En esta microbiota se encuentran microorganismos que pueden estar cumpliendo importantes funciones para el huésped (Nayak, 2010).

Estudios realizados en una amplia variedad de especies de peces, sugieren que esta microbiota puede establecerse después de la primera etapa de alimentación (Hovda et al., 2012; Navarrete et al., 2012). En consecuencia, mejorar la calidad del alimento puede mejorar la calidad nutricional de las larvas, reducir los brotes de enfermedades y mejorar el sistema inmuno-lógico de los peces (Kim & Austin, 2006; Mohideen et al., 2010; Wang & Gu, 2010). Por otro lado, hay que considerar otros beneficios como la reducción de los costos de cultivo mediante la mejora del crecimiento y el uso eficiente del alimento (Yanbo & Zirong, 2006; Faramarzi et al., 2011; Mohapatra et al., 2012; Peterson et al., 2012). De igual forma, la aplicación de los probióticos puede conducir a mejorar la calidad del agua (Velmurugan & Rajagopal, 2009; Ngan & Phu, 2011; Nimrat et al., 2012).

En base a estos antecedentes el objetivo de este trabajo fue aislar e identificar bacterias desde la microbiota asociada a larvas y juveniles de S. lalandi, y evaluar su potencialidad probiótica para su potencial uso en su cultivo larval.

MATERIALES Y MÉTODOS

Aislamiento de bacterias

Se realizaron aislamientos de cepas bacterianas desde larvas (9 cm de longitud y 6 g peso) y juveniles (26 cm de longitud y 177 g peso). Debido al pequeño tamaño de las larvas, se procesó completamente un total de 14 organismos en Stomacher (Lab-Blender 80). Para los juveniles se aislaron desde gónada, branquias, mucus y digestivo, los que fueron igualmente procesados en Stomacher. De cada muestra se tomó 1 mL, se realizaron diluciones en solución salina marina y se sembraron en extendido en medio de cultivo Tryptone Soya Agar (TSA Oxoid Ltd., Basingstoke, Hampshire, England) suplementado con 2 NaCl%. Las placas se incubaron a 20°C por una semana y luego se aislaron las unidades formadoras de colonias (CFU) cuyo criterio se basó en la apariencia de las colonias como forma, pigmentación, elevación, superficie y borde. Las cepas obtenidas se guardaron a -80°C en perlas criobank (copancryom).

Identificación de bacterias aisladas

Desde un cultivo en triptona soya agar (TSA) se obtuvo la biomasa bacteriana de todas las cepas aisladas, se realizó las extracción de DNA genómico con el kit de extracción PowerSoil DNA MO BIO, según las instrucciones del fabricante. Luego se amplificó el gen 16S ARNr mediante reacción en cadena de la polimerasa (PCR, siglas en inglés) (Buffer Green 10x, MgCl225 mM, dNTPs 10 mM, 1 μM de cada oligonucleótido y 0,23 U μL-1 GoTaqADN polimerasa (promega), usando partidores universales, una primera amplificación se realizó con los partidores 27F (5'-AG AGTTTGATCCTGGCTCAG-3') y 1542R (5'-AG GAGGTGATCCAGCCGCA-3') previamente descritos por Brosius et al. (1981), luego se realizó tres procesos más para obtener la secuenciación completa del 16S ARNr usando los partidores 358F (5'-CCTA CGGGAGGCAGCAG-3'), 907R (5'-CCGTCAATTC CTTTRAGTTT-3') y 1492R (5'-GGTTACCTTGTT ACGACTT-3'). La amplificación de los productos se realizó en un termociclador Px2 (ThermoCorporation), las condiciones de PCR fueron 5 min a 94°C y luego 30 ciclos de 45 s a 94°C, 45 s a 55°C, 130 s a 72°C y 5 min a 72°C, los productos amplificados fueron visualizados en gel de agarosa 1%. El producto de PCR fue purificado con el kit de purificación (UltraCleanTM15 DNA, MoBio Laboratories, CA, USA) siguiendo las instrucciones del fabricante. La secuenciación de los fragmentos se realizó en Macrogen Inc., Korea. Las secuencias fueron analizadas usando el programa Chromas Pro y Blast en GenBank (www.ncbi.nlm.nih.gov/blast/Blast.cgi) y RDP Data Base. Los alineamientos fueron realizados con Chromas Pro y la secuencia fue comparada con aquellas que se encontraron disponibles en la base de datos.

Análisis filogenético

Se realizó un análisis filogenético a todas las cepas aisladas, usando la aplicación de modelos (find DNA best model) del programa MEGA6 (Molecula Evolutionary Genetics Analysis) (Kumar et al., 2001). Las relaciones de similitud entre las secuencias de genes 16S de cada bacteria se visualizaron con la herramienta de Phylogeny de Biedit para la construcción del árbol filogenético con un valor de bootstrap de 1000.

Pruebas de inhibición bacteriana

Los ensayos de inhibición se realizaron mediante el método de "doble capa" (Dopazo et al., 1988) a las 46 cepas identificadas, inoculando 10 μL (7,1x104 cél mL-1) de cada cepa aisladas desde S. lalandi desde un cultivo de 18 h, en el centro de una placa petri con medio Mueller-Hinton (Difco) suplementado con 2% de cloruro de sodio (NaCl), y se incubó a 20°C por 48 h. Después de este tiempo, la macrocolonia formada se sometió a vapores de cloroformo por 45 min. Posteriormente, se agregó una segunda capa de agar semisólido previamente inoculada con la bacteria patógena Vibrio cholerae, Yersinia ruckeri, Entero-coccus faecalis, Enterobacter cloacae, Klebsiella sp., Vibrio anguilarum, a una concentración de 2x104 cél mL-1, los patógenos se usaron en forma independiente. Los cultivos fueron incubados a 20°C por 48 h. La presencia de un halo de inhibición definido alrededor de la macrocolonia fue considerada como actividad antibacteriana. El estudio se realizó en triplicado y el grado de inhibición se determinó midiendo el diámetro del halo, considerando como inhibición los valores mayores a 5 mm, según Leyton & Riquelme. (2010). Como control negativo se evaluó el efecto del cloroformo, inoculando la bacteria patógena sin el inóculo de la bacteria antagonista.

Pruebas enzimáticas

Se efectuaron las siguientes pruebas enzimáticas a todas las cepas que presentaron actividad inhibitoria contra bacterias patógenas:

a)    Prueba hemolisis: La actividad hemolítica se determinó inoculando 10 μL de las cepas aisladas desde S. lalandi en el centro de placas agar sangre, la actividad hemolítica se observó entre las 24 y 48 h de incubación y el criterio usado para considerarlos positivos fue la presencia de un halo alrededor del inóculo bacteriano que indica lisis de eritrocitos en la sangre. Las cepas se identificaron como α-hemolisis, β-hemolisis y γ-hemolisis (Rodríguez, 2009).

b)    Prueba de lipasa: La actividad lipasa se determinó inoculando 10 μL de las cepas aisladas desde S. lalandi en el centro de las placas con medio de cultivo triptona soja agar con 1% (v/v) de tween 80 y 1% (v/v) de tween 20% y 0.001% (p/v) de cloruro de calcio. La actividad lipolítica se observó a las 24 y 48 h de incubación. Para una reacción positiva se consideró la formación de un halo de precipitación alrededor de la colonia formado por cristales de calcio que indica la degradación de lípidos (Sierra, 1957).

c) Prueba de proteasa: La actividad proteasa se determinó inoculando 10 μL de las cepas aisladas desde S. lalandi en el centro de las placas con medio de cultivo triptona soja agar suplementado con 1% v/v de leche descremada. La actividad proteolítica se observó entre las 24 y 48 h de incubación. Para una reacción positiva se consideró la aparición de un halo con precipitado alrededor de la colonia (Cowan & Steel, 1993).

RESULTADOS

Bacterias aisladas desde S. lalandi

Se aisló un total de 46 cepas bacterianas, de las cuales se observó que el género dominante correspondió a Pseudoalteromonas con un 47% (22 cepas), respecto al total de aislados. Además, se observó una variedad de otros 9 géneros bacterianos pertenecientes a Enterobacter (15%), Klebsiella (13%), Pseudomonas (7%), Photobacterium (4%), Staphylococcus (4%), Vibrio (4%), Alcanivorax (2%), Bacillus (2%) y Zooshikella (2%).

Identificación de bacterias aisladas

Las secuencias obtenidas fueron editadas y ensambladas utilizando el programa Chromas Pro. Se realizó un blast en GenBank y RDP Data Base, y se compararon con las disponibles en estas bases de datos, seleccionando las que tuvieron un porcentaje de similitud >85% (Tabla 1).


Tabla 1. Identificación de bacterias aisladas desde Serióla lalandi a través de GenBank & RDP Data Base.

Análisis filogenético

Para identificar las relaciones evolutivas y similitudes entre las especies aisladas desde S. lalandi se realizó el análisis filogenético a las 46 secuencias obtenidas, compuestas por una longitud entre 1000 y 1300 pb del 16S RNAr. Para verificar su ascendencia en común, se utilizó el Programa MEGA 6 para el alineamiento y análisis filogenético. Los resultados filogenéticos demostraron que las cepas aisladas e identificadas como Pseudoalteromonas sp. (SLP: 23, 17, 29, 39, 32, 14, 19, 45, 4, 49, 58, 46, 48, 51, 42, 28, 5, 36, 37, 44, 50, 35) forman un clado con la especie Pseudoalte-romonas sp. encontradas en la base de datos. Esta similitud refuerza que estas cepas bacterianas son Pseudoalteromonas sp. (Fig. 1).



Figura 1. Árbol filogenético basado en secuencias de 16S RNAr de la microbiota aislada desde Serióla lalandi realizado con una repetición de 1000 veces. Los números representan las secuencias aisladas y los nombres fueron identificados a través de blast.

Pruebas de inhibición bacteriana

Los resultados de inhibición demostraron que 10 cepas aisladas desde S. lalandi presentaron inhibición mayor a 15 mm contra bacterias patógenas, las cuales provenían de branquias, gónada, digestivo, mucus y larvas (Tabla 2). La cepa que presentó un mayor halo de inhibición representativo fue SLP 1 con 35 mm.

Los resultados de hemolisis demostraron que 8 cepas presentaron capacidad para hemolizar glóbulos rojos de la sangre. Siendo la cepa SLP 1 la única que no generó hemolisis (Tabla 3), así como también la única que fue negativa para los análisis de proteolisis y lipolisis.


Tabla 2. Actividad inhibidora de las cepas bacterianas aisladas desde Serióla lalandi.

 


Tabla 3. Actividad enzimática de las cepas aisladas desde Serióla lalandi.

DISCUSIÓN

El mar, que abarca más del 70% de la superficie del planeta, contiene una excepcional diversidad biológica que representa más del 95% de la biosfera (Spizek et al., 2010). Por lo tanto, constituye una piscina infinita de diversidad microbiana, lo que representa una valiosa fuente de recursos para la biotecnología (Fenical & Jensen, 2006). Durante las últimas décadas, los microorganismos marinos y en particular las bacterias, han demostrado su potencialidad en la producción de antimicrobianos (Berdy, 2005). Debido a la persistente problemática de la presencia de microorganismos patógenos en los sistemas de cultivos, existe la necesidad urgente de buscar nuevos agentes antimicrobianos y nuevas estrategias para contrarrestar los microrganismos.

La información disponible sobre la composición de la microbiota del género Seriola, es escasa y existen algunos estudios de la microbiota de Seriola quinqueradiata reportada por Sakata et al. (1978), quienes con métodos de cultivo clásicos encontraron que el tracto gastrointestinal se compone principalmente de Vibrio spp., así como géneros de Proteo-bacteria y Pseudomonas. Aguilera et al. (2013) describen la población bacteriana cultivable asociada al tracto intestinal de S. lalandi, identificando un total de 16 géneros aislados, donde Pseudomonas, Vibrio y Staphylococcus fueron predominantes. En el presente estudio se observó que los aislados de S. lalandi correspondieron a: Pseudoalteromonas, Enterobacter, Kleb-siella, Pseudomonas, Photobacterium, Staphylococcus, Vibrio, Alcanivorax y Bacillus. En otras especies de peces como Epinephelus alexandrinus y Dicentrachus labrax se aislaron cepas como Enterobacter aerogenes, Klesiella sp., Klebsiella peumoniae, Enterobacter cloacae y Klebsiella ozanae (Nawaz et al., 2012). Al respecto, la presencia de los géneros Klebsiella y Enteobacter en S. lalandi, indica que estos géneros bacterianos también son comunes en otras especies de peces.

Además, se encontró que de las 46 cepas bacterianas identificadas 9 presentaron actividad inhibidora contra bacterias que han sido señaladas como patógenos de diferentes organismos como: Vibrio cholerae (Peters et al., 2015), Yersinia ruckeri (Austin & Austin, 2007), Enterococcus faecalis (Dufourcq et al., 2013), Enterobacter cloacae (Keller et al., 1998), Klebsiella sp. (Echeverri et al., 2010) y Vibrio anguilarum (Prol-García & Pintado, 2013.). De estos resultados se concluye que del total de los aislados, el 17% posee actividad antimicrobiana contra los patógenos estudiados, siendo la cepa SLP 1 (Pseudoalteromonas sp.) la bacteria que presentó los mejores resultados de inhibición.

La identificación del nombre de la especie de la cepa SLP 1 como Pseudoalteromonas sp. coincide con los resultados obtenidos en los análisis filogenéticos. Al respecto, se ha señalado la actividad benéfica de Pseudoalteromonas sp. en otros estudios (Gram et al., 2010), como uso de probióticos en peces (Sherman et al., 2005), inhibidor del patógeno V. harveyi (Morya et al., 2014), probióticos en moluscos (Kesarcodi-Watson et al., 2014) y en crustáceos (Pham et al., 2014).

También, varios autores han demostrado que las bacterias marinas del género Pseudoalteromonas son productoras de metabolitos con actividad biológica como enzimas extracelulares, polímeros, péptidos, antivirales, sustancias y proteínas de bajo y alto peso molecular con actividades antimicrobianas (Bowman, 2007; Thomas et al., 2008; López et al., 2012). Además, Longeon et al. (2004) indican que la proteína P-153 secretada por Pseudoalteromonas sp. X153 muestra buena actividad inhibitoria frente a cepas patógenas humanas. Dufourcq et al. (2013) también encontraron que Pseudoalteromonas sp. es inhibidora del patógeno E. feacalis.

La cepa SLP 1 (Pseudoalteromonas sp.) también resultó negativa a las pruebas enzimáticas de hemolisis, proteolisis y lipolisis. Al no tener actividad hemolítica y no destruir los glóbulos rojos, no actuaría como una especie virulenta o patógena en el hospedador. Al respecto, Bravo et al. (2009) señalan que la actividad hemolítica es producida por la acción de una enzima llamada hemolisina que lisa los eritrocitos de la sangre, y que esta propiedad es indeseable según los criterios de selección para una cepa probiótica. De acuerdo a esto, Neu et al. (2014) discuten igualmente que la aplicación de probióticos requiere que no cause efectos secundarios, tales como toxicidad en organismos eucariotas. Al respecto, Ma et al. (2014) encontraron que Pseudoalteromonas sp. complementada en la dieta del pepino de mar Apostichopus japonicus, mejora la actividad enzimática digestiva y estimula la respuesta inmune mejorando la resistencia a la infección de Vibrio splendidus.

Las bacterias probióticas pueden ser una buena alternativa para evitar el uso de antibióticos. Además, pueden proporcionar beneficios para el huésped a través de la modulación directa o indirecta de la microbiota intestinal, mejorando el sistema inmune y el crecimiento, proporcionando una mejor resistencia a enfermedades (Merrifield et al., 2010a). Autores, como Bhandari et al. (2008) y Klose et al. (2010) sugieren que el aislamiento de probióticos nativos de cada especie de interés favorecería su establecimiento en el intestino y las interacciones con la microbiota residente. Estos antecedentes indican que Pseudoalteromonas sp. aislada en este trabajo podría ser utilizada como probiótico en la fase larval del cultivo de S. lalandi, ya que fue aislada de esta misma especie. Una alternativa es adicionarla en el alimento vivo de las larvas como rotíferos y artemias, actuando como vector del probiótico. Además, este potencial probiótico presentó actividad inhibidora contra patógenos, no es una especie hemolítica por lo tanto no sería una especie virulenta. Finalmente, esta cepa SLP 1 podría ser una buena candidata para ser utilizada en etapas larvales, más aun cuando Pseudoalteromonas sp. es una bacteria dominante en el tracto digestivo de S. lalandi.

AGRADECIMIENTOS

Los autores agradecen al programa FONDEF-CONICYT proyecto D10I1050 por el financiamiento de esta investigación. Así como, a los revisores anónimos y editor por sus comentarios y propuestas para mejorar este manuscrito.

REFERENCES

Aguilera, E., G. Yany & J. Romero. 2013. Cultivable intestinal microbiota of yellowtail juveniles (Seriola lalandi) in an aquaculture system. Lat. Am. J. Aquat. Res., 41(3): 395-403.         [ Links ]

Austin, B. & D.A. Austin. 2007. Bacterial fish pathogens: disease in farmed and wild fish. Springer-Praxis, Godalming, pp. 207-217.         [ Links ]

Bhandari, S.K., B. Xu, C. Nyachoti, D. Giesting & D. Kraus. 2008. Evaluation of alternatives to antibiotics using an K88 model of piglet diarrhea: effects on gut microbial ecology. J. Anim. Sci., 86(4): 836-847.         [ Links ]

Bhandari, S.K., F.O. Opapeju, D.O. Krause & C.M. Nyachoti. 2010. Dietary protein level and probiotic supplementation effects on piglet response to Escherichia coli K88 challenge: performance and gut microbial population. Livest. Sci., 133(1): 185-188.         [ Links ]

Berdy, J. 2005. Bioactive microbial metabolites. Tokyo J. Antibiotic., 58: 1-26.         [ Links ]

Bowman, J.P. 2007. Bioactive compounds synthetic capacity and ecological significance of marine bacterial genus Pseudoalteromonas. Mar. Drugs, 5: 220-241.         [ Links ]

Bravo, L., Y. Correa, J. Clausell, A. Fernández, M. Ramírez, F. Núñez, Y. Ledo & Y. Cruz. 2009. Caracterización de factores de virulencia y susceptibilidad antimicrobiana en cepas de Plesiomonas shigelloides aisladas de pacientes con diarrea aguda en Cuba. Rev. Chil. Infectol., 26(3): 233-23.         [ Links ]

Brosius, J., T.J. Dull, D.D. Sleeter & H.F. Noller. 1981. Gene organization and primary structure of a ribosomal RNA operon from Escherichia coli. J. Mol. Biol., 148: 107-127.         [ Links ]

Carnevali, O., G. Mosconi, A. Cambi, S. Ridolfi, S. Zanuy & A. Polzonetti-Magni. 2001. Changes of lysosomal enzyme activities in sea bass (Dicentrarchus labrax) eggs and developing embryos. Aquaculture, 202: 249-256.         [ Links ]

Cowan, S.T. & L.J. Steel. 1993. Manual for the identification of medical bacteria. Cambridge University, Cambridge, 352 pp.         [ Links ]

Dimitroglou, A., D.L. Merrifield, O. Carnevali, S. Picchietti, M. Avella, C. Daniels, D. Güroy & S.J. Davies. 2011. Microbial manipulations to improve fish health and production a Mediterranean perspective. Fish Shellfish Immunol., 30: 1-16.         [ Links ]

Dopazo, C., M. Lemos, C. Lodeiros, J. Bolinches, J. Barja & A. Toranzo. 1988. Inhibitory activity of antibiotic producing marine bacteria against fish pathogens. J. Appl. Bacteriol., 65: 97-101.         [ Links ]

Dufourcq, R., E. Chalkiadakis, M. Fauchon, E. Deslandes, V. Kerjean, S. Chanteau, E. Petit, J. Guezennec & M. Dupont-Rouzeyrol. 2013. Isolation and partial characterization of bacteria (Pseudoalteromonas sp.) with potential antibacterial activity from a marine costal environment from New Caledonia. Lett. Appl. Microbiol., 58(2): 102-108.         [ Links ]

Echeverri, T., M. Lina, C. Correa & J. Carlos. 2010. Klebsiella pneumoniae como patógeno intrahos-pitalario: epidemiología y resistencia. Iatreia, 23(3): 240-249.         [ Links ]

Faramarzi, M., S. Kiaalvandi, M. Lashkarbolooki & F. Iranshahi. 2011. The investigation of Lactobacillus acidophilus as probiotics on growth performance and disease resistance of rainbow trout (Oncorhychus mykiss). Am. J. Sci., 6(1): 32-38.         [ Links ]

Fenical, W. & P.R. Jensen. 2006. Developing a new resource for drug discovery: marine actinomycete bacteria. Nat. Chem. Biol., 2: 666-673.         [ Links ]

Gram, L., J. Melchiorsen & J. Bruhn. 2010. Antibacterial activity of marine culturable bacteria collected from a global sampling of ocean surface waters and surface swabs of marine organisms. Mar. Biotechnol., 12(4): 439-451.         [ Links ]

Hovda, M.B., R. Fontanillas, C. McGurk, A. Obach & B.J. Rosnes. 2012. Seasonal variations in the intestinal microbiota of farmed Atlantic salmon, (Salmo salar L.). Aquacult. Res., 43: 154-159.         [ Links ]

Kesarcodi-Watson, A., P. Miner, J. Nicolas, K. Asmani & R. Robert. 2014. Pathogenic threats and probiotic use in larviculture of the scallop, Pecten maximus. Aquacult. Res., 2014: 1-10. doi: 10.1111/are. 12579.         [ Links ]

Kumar, S., K. Tamura, I. Jakobsen & M. Nei. 2001. MEGA2: molecular evolutionary genetics analysis software. Bioinformatics, 17(12): 1244-1245.         [ Links ]

Kim, D.H. & B. Austin. 2006. Innate immune responses in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss, Walbaum) induced by probiotics. Fish Shellfish Immunol., 21: 513-524.         [ Links ]

Keller, R., M. Pedroso, R. Ritchmann & R. Silva.1998. Occurrence of virulence-associated properties in Enterobacter cloacae.Infect. Immunol., 66(2): 645-649.         [ Links ]

Klose, V., K. Bayer, R. Bruckbeck, G. Schatzmayr & P. Loibner. 2010. In vitro antagonistic activities of animal intestinal strains against swine-associated pathogens. Vet. Microbiol., 144(3): 515-521.         [ Links ]

Leyton, Y. & C. Riquelme. 2010. Marine Bacillus spp. associated with the egg capsule of Concholepas concholepas (Common Name "Loco") have an inhibitory activity toward the pathogen Vibrio parahaemolyticus. Microbiol. Ecol., 60: 599-605.         [ Links ]

Longeon, A., J. Peduzzi, M. Barthelemy, S. Corre, J.L. Nicolas & M. Guyot. 2004. Purification and partial identification of novel antimicrobial protein from marine bacterium Pseudoalteromonas species strain X153. Mar. Biotechnol., 6: 633-641.         [ Links ]

López, R., V. Monteón, E. González, R. Montejo, Y. Monteón & M. Chan. 2012. Isolation and assessment of the crude extract antimicrobial activity of marine bacterium Pseudoalteromonas sp. Rev. Mex. Cienc. Farm., 43(4): 38-46 pp.         [ Links ]

Ma, Y., F. Sun, C. Zhang, P. Bao, S. Cao & M. Zhang. 2014. Effects of Pseudoalteromonas sp. BC228 on digestive enzyme activity and immune response of juvenile sea cucumber (Apostichopus japonicus). J. Ocean Univ. China, 13(6): 1061-1066.

Merrifield, D.L., A. Dimitroglou, G. Bradley, R. Baker & S. Davies. 2010a. Probiotic applications for rainbow trout (Oncorhynchus mykiss Walbaum). I. Effects on growth performance, feed utilization, intestinal microbiota and related health criteria. Aquacult. Nutr., 16: 504-510.         [ Links ]

Mohapatra, S., T. Chakraborty, A.K. Prusty, P. Das, K. Paniprasad & K.N. Mohanta. 2012. Use of probiotics in the diet of rohu, Labeo rohita fingerlings: effects on growth nutrient digestibility, retention digestive enzyme activities and intestinal. Microflora. Aquacult. Nutr., 18: 1-11.

Mohideen, M.M., A. Kader, T.S. Mohan, S.P. Mohamed & M.I. Hussain. 2010. Effect of probiotic bacteria on the growth rate of fresh water fish, Catla catla. Int . J. Biol. Technol., 1(2): 113-117.         [ Links ]

Moran, D., C. Smith, B. Gara & C. Poortenaar. 2007. Reproductive behavior and early development in yellowtail kingfish Seriola lalandi (Valenciennes, 1833). Aquaculture, 262: 95-104.         [ Links ]

Morya, V.K., W. Choi & E. Kim. 2014. Isolation and characterization of Pseudoalteromonas sp. from fermented Korean food, as an antagonist to Vibrio harveyi. Appl. Biochem. Biotechnol., 172(7): 3390-3401.         [ Links ]

Navarrete, P., F. Magne, C. Araneda, P. Fuentes, L. Barros, R. Opazo, R. Espejo & J. Romero. 2012. PCR-TTGE Analysis of 16SrRNAfrom rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) gut microbiota reveals host-specific communities of active bacteria. PLoS ONE 7(2): e31335. doi:10.1371/journal.pone.0031335.         [ Links ]

Nayak, S.K. 2010. Role of gastrointestinal microbiota in fish. Aquacult. Res., 41: 1553-1573.         [ Links ]

Nawaz, M., S.A. Khan, Q. Tran, K. Sung, A.A. Khan, I. Adamu & R.S. Steele. 2012. Isolation and characterization of multidrug-resistant Klebsiella spp. isolated from shrimp imported from Thailand. Int. J. Food Microbiol., 155(3): 179-84.         [ Links ]

Ngan, P.T & T.Q. Phu. 2011. Effects of Bacillus bacteria (B8, B37, B38) on water quality of black tiger shrimp (Penaeus monodon) cultured tanks. Proceedings of the 4th Aquaculture and Fisheries Conference, pp. 28-41.         [ Links ]

Nimrat, S., S. Suksawat, T. Boonthai & V. Vuthiphandchai. 2012. Potential Bacillus probiotics enhance bacterial numbers, water quality and growth during early development of white shrimp (Litopenaeus vannamei). Vet. Microbiol., 159: 443-450.         [ Links ]

Neu, A.K., M. Mânsson, L. Gram & J. Prol-García. 2014. Toxicity of bioactive and probiotic marine bacteria and their secondary metabolites in Artemia sp. and Caenorhabditis elegans as eukaryotic model organisms. Appl. Environm. Microbiol., 80(1): 146-153.         [ Links ]

Peterson, B.C., N.J. Booth & B.B. Manning. 2012. Replacement of fish meal in juvenile channel catfish, Ictalurus punctatus, diets using a yeast-derived protein source: the effects on weight gain, food conversion ratio, body composition and survival of catfish challenged with Edwardsiella ictaluri. Aquacult. Nutr., 18: 132-137.

Peters, M.C. 2015. Analysis of the stability of a type III secretion system containing pathogenicity island (PII-3) in the human pathogen Vibrio cholerae. Bach. Sci. Thesis, University of Delaware, Delaware, 62 pp.         [ Links ]

Pham, D., D. Ansquer, A. Chevalier, C. Dauga, A. Peyramale, N. Wabete & Y. Labreuche. 2014. Selection and characterization of potential probiotic bacteria for Litopenaeus stylirostris shrimp hatcheries in New Caledonia. Aquaculture, 432: 475-482.

Poortenaar, C., S. Hoocker & N. Sharp. 2001. Assessment of yellowtail kingfish (Seriola lalandi lalandi) reproductive physiology, as a basis for aquaculture development. Aquaculture, 201: 271-286        [ Links ]

Prol-García, M & J. Pintado. 2013. Effectiveness of probiotic Phaeobacter bacteria grown in biofilters against Vibrio anguillarum infections in the rearing of turbot (Psetta maxima) larvae. Mar. Biotechnol., 15: 726-738.         [ Links ]

Rodríguez, M. 2009. Aislamiento y selección de cepas del género Lactobacillus con capacidad probiótica e inmunomoduladora. Tesis Doctoral, Universidad Autónoma de Barcelona, Barcelona, 197 pp.         [ Links ]

Saad, N., C. Delattre, M. Urdaci, J. Schmitter & P. Bressollier. 2013. An overview of the last advances in probiotic and prebiotic field. LWT- Food Sci. Biol. Technol., 50(1): 1-16.         [ Links ]

Sakata, T., M. Nakaji & D. Kakimoto. 1978. Microflora in the digestive tract of marine fish I: General characterization of the isolates from yellow tail. Mem. Fac. Fish. Kagoshima Univ., 27: 65-71.         [ Links ]

Sherman, P.M., J.C. Ossa & K. Johnson-Henry. 2009. Unraveling mechanisms of action of probiotics. Nutr. Clin. Pract., 24(1): 10-14.         [ Links ]

Sierra, G. 1957. A simple method for the detection of lypolitic activity of microorganism and some observations on the influence of contact between cells and fatty substrates. Anton Leeuwenhoek Int. J. Gen. M., 23(1): 15-22.         [ Links ]

Sihag, R.C. & P. Sharma. 2012. Probiotics: the new ecofriendly alternative measures of disease control for sustainable aquaculture. J. Fish Aquatic Sci.,7(2): 72-103.         [ Links ]

Spizek, J., J. Novotna, T. Rezanka & A. Demain. 2010. Do we need new antibiotics? The search for new targets and new compounds. J. Int. Microbiol. Biotechnol., 37: 1241-1248.         [ Links ]

Velmurugan, S. & S. Rajagopal. 2009. Beneficial uses of probiotics in mass scale production of marine ornamental fish. Afr. J. Microbiol. Res., 3(4): 185-190.         [ Links ]

Wang, Y.B & Q. Gu. 2010. Effect of probiotics on white shrimp (Penaeus vannamei) growth performance and immune response. Mar. Biol. Res., 6: 327-332.         [ Links ]

Yanbo, W. & X. Zirong. 2006. Effect of probiotics for common carp (Cyprinus carpio) based on growth performance and digestive enzyme activities. Anim. Feed Sci. Technol., 127: 283-292.         [ Links ]


Received: 16 June 2015; Accepted: 9 November 2015.

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