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Latin american journal of aquatic research

versión On-line ISSN 0718-560X

Lat. Am. J. Aquat. Res. vol.44 no.4 Valparaíso set. 2016

http://dx.doi.org/10.3856/vol44-issue4-fulltext-1 

Research Article

 

Floculación de Nannochloropsis sp. inducida por hidróxido de sodio: eficiencia de floculación, efecto sobre la viabilidad microalgal y su uso como alimento para rotíferos

Flocculation of Nannochloropsis sp. induced by sodium hydroxide: flocculation efficiency, viability effect on microalgae and their use as food for rotifers

 

Angel Humberto Rojo-Cebreros1, Manuel Eduardo Morales-Plascencia2 Leonardo Ibarra-Castro1, Juan Manuel Martínez-Brown1 & María Alejandra Medina-Jasso3

1Laboratorio de Reproducción y Planta Piloto de Peces Marinos Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo (CIAD), Sinaloa, México
2
Instituto Tecnológico de Mazatlán, Mazatlán, Sinaloa, México
3
Laboratorio de Ecofisiología y Cultivo de Organismos Acuáticos, Facultad de Ciencias del Mar (FACIMAR)
Universidad Autónoma de Sinaloa, Mazatlán, Sinaloa, México

Corresponding author: Angel Humberto Rojo-Cebreros (arojocebreros@yahoo.com.mx)
Corresponding editor: Cesar Lodeiros


RESUMEN. Los laboratorios acuícolas altamente dependientes de Nannochloropsis sp. desarrollan mecanismos para su producción masiva, con el desafío de poder extraer altas concentraciones celulares. La floculación por agentes alcalinos es una alternativa que promete mayores ventajas, y el hidróxido de sodio puede ser el agente floculante más conveniente. Sin embargo, para lograr una eficiencia máxima de floculación son determinantes la cantidad del agente floculante, tiempo de exposición, concentración celular y tipo de microalga. Por lo anterior, se determinó la cantidad de NaOH 0,5N y el tiempo de exposición necesarios para lograr un pH óptimo de floculación en cosechas de Nannochloropsis sp. con concentraciones celulares mayores a 50x106 cél mL-1. Los resultados mostraron que con 17 mL de NaOH 0,5N por litro de cultivo de microalgas se puede lograr una eficiencia de floculación de 94,9% a pH 9,7 en menos de 60 min. Las células del sobrenadante (subproducto del proceso) fueron viables como inóculo de un nuevo cultivo de microalgas. El concentrado microalgal (355,7x106 cél mL-1, peso seco 2,03 g L-1) obtenido fue adecuado como alimento para rotíferos. Por lo tanto, se recomienda el empleo de NaOH 0,5N como método simple, práctico y de bajo costo para producir concentrados de Nannochloropsis sp. con fines acuícolas.

Palabras clave: Nannochloropsis sp., floculación alcalina, microalgas, acuicultura.


ABSTRACT. Aquaculture laboratories highly dependent of Nannochloropsis sp. develop mechanisms for mass production, with the challenge of be able to extract high cell concentrations from the culture medium. Flocculation by alkaline agents is an alternative that promises greater advantages, and sodium hydroxide may be the most convenient. However, to achieve maximum efficiency of flocculation are important the amount of flocculent, exposure time, cell concentration and type of microalgae. Therefore, the amount of 0.5N NaOH and the exposure time required are investigated to Nannochloropsis sp., harvests at high density at 50x106 cells mL-1. The results show that with 17 mL NaOH 0.5N per liter of culture of microalgae can be achieved 94.9% flocculation efficiency at pH 9.7 in less than 60 min. Supernatant cells (byproduct of the process) were viable as inoculum of a new culture of microalgae. Microalgae concentrate (355.7x106 cells mL-1, dry weight 2.03 g L-1) produced was adequate as food for rotifers. Therefore, employment of 0.5N NaOH is recommended as a simple, convenient and inexpensive method for producing Nannochloropsis sp. concentrates for aquaculture purposes.

Keywords: Nannochloropsis sp., alkaline flocculation, microalgae concentration, aquaculture.


 

INTRODUCCIÓN

Por su alto valor nutricional, las microalgas han sido ampliamente usadas en acuicultura como alimento de moluscos, zooplancton y larvas de crustáceos y peces (Hemaiswarja et al., 2011). Nannochloropsis (Eustig-matophyceae) es uno de los géneros de microalgas extensamente utilizados en la industria acuícola (Apt & Behrens, 1999). Este grupo taxonómico está constituido por especies unicelulares, cocoides, con diámetros menores a 5 pm, que habitan sistemas marinos y dulceacuícolas (Fawley & Fawley, 2007). Crecen en amplios intervalos de salinidad (Boussiba et al., 1987) y presentan alto contenido de proteínas y ácidos grasos poliinsaturados, especialmente ácido eicosapentaei-noico (Tonon et al., 2002).

En los sistemas de producción de larvas de peces marinos, Nannochloropsis sp. se usa tradicionalmente en el protocolo de cultivo denominado "agua verde" (Skiftesvik et al., 2003) y como alimento de rotíferos (Dhert et al., 2001; Hagiwara et al., 2001; Lubzens et al., 2001). Los costos operativos del cultivo de microalgas en los sistemas de producción de larvas de peces marinos pueden representar el 30% (Coutteau & Sorgeloos, 1992). Debido a lo anterior, el uso de concentrados microalgales comerciales puede ser una opción técnica más eficiente (Heasman et al., 2000), especialmente para laboratorios en localidades remotas, donde no sea posible instalar sistemas de producción masivo de microalgas in situ (Knuckey et al., 2006). No obstante, los altos costos de importación en países en subdesarrollo provocan que el uso de concentrados microalgales sea económicamente inviable. Tal situación ha impulsado a que los laboratorios de producción (moluscos, peces y crustáceos) generen su propio concentrado de microalgas. Entre los beneficios obtenidos por esta estrategia se encuentran: a) producción de concentrados durante periodos improductivos de la temporada, b) mejor administración para cubrir las necesidades de microalgas, y c) reducción de los costos de producción (Knuckey et al., 2006).

A la fecha se han empleado distintos métodos para producir concentrados de microalgas: centrifugación (Molina et al., 2003), biopolímeros floculantes (Singh et al., 2000), electro-floculación (Vandamme et al., 2011), flotación (Wiley et al., 2009) y filtración (Molina et al., 2003). Sin embargo, se ha demostrado que con la floculación producida por agentes alcalinos (e.g., Ca(OH)2, Mg(OH)2 y NaOH), aplicada en la producción de concentrados microalgales, se obtiene mayor eficiencia, menor costo y garantiza la inocuidad (Folkman & Wachs, 1973; Horiuchi et al., 2003; Schlesinger et al., 2012; Besson & Guiraud, 2013). Además, el alto pH de este método reduce eficazmente la carga bacteriana de la biomasa de microalgas y del agua del proceso (Huo et al., 2014). El proceso de floculación de células microalgales ocurre cuando cambios de pH provocados por agentes altamente alcalinos, desestabilizan la carga superficial de las células (debida a grupos funcionales amino, carboxílico protón-activo, fosfórico, fosfodiéster e hidroxilo), permitiendo que éstas se adhieran unas a otras y formen aglomeraciones que floculan (Bratby, 2006; Henderson et al., 2008; Hadjoudja et al., 2010). Como consecuencia de lo anterior, la cantidad de floculante alcalino requerido es una función logarítmica de la densidad celular (Schlesinger et al., 2012). Así, las cosechas más densas requieren menos agente floculante que las cosechas de baja densidad y por consiguiente, la floculación ocurre a un pH menor. El hidróxido de sodio es uno de los agentes alcalinos más ampliamente usados en la floculación de microalgas (Schlesinger et al., 2012). No obstante, es usual que sea aplicado junto con polisacáridos (Pestan®; Lee et al., 1998), almidón catiónico (Vandamme et al., 2010), quitosano (Guevara et al., 2011), polielectrolitos (Magnafloc®; Knuckey et al., 2006; Harith et al., 2009), polímeros orgánicos (Flopam®; Sales & Abreu, 2015); sulfato de aluminio (Shen et al., 2013) y cloruro férrico (Knuckey et al., 2006). La combinación con alguno de estos compuestos incrementa el pH y mejora el proceso de floculación. Sin embargo, poco se ha documentado sobre el uso de NaOH como agente único de floculación para la microalga Nannochloropsis sp. (Nava-Gómez, 2014). Por lo tanto, los objetivos del presente trabajo fueron evaluar la eficiencia del NaOH 0,5N como floculante y determinar la cantidad que se requiere para lograr el punto isoeléctrico o pH óptimo de floculación de la microalga Nannochloropsis sp., cosechada al inicio de la fase estacionaria (>50x106 cél mL-1) generada en un sistema por lotes. Los resultados de este trabajo permiten obtener concentrados microalgales adecuados para aplicaciones en larvicultura (técnica de "agua verde"), en el cultivo de rotíferos (Brachionus rotundiformis) y como inóculos de microalgas.

MATERIALES Y MÉTODOS

Cultivo de microalgas

Este estudio se realizó en el Laboratorio de Microalgas del Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, A.C. Unidad Mazatlán. Se utilizó la cepa NN-X-1 obtenida de la colección de microalgas del Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada, en Baja California, México. Se realizaron cultivos por lotes en envases de policarbonato de 16 L. Se empleó el medio de cultivo f/2 (Guillard & Ryther, 1962), preparado con agua de mar (salinidad 35), filtrada (1 µ) y desinfectada por clora-ción. Las condiciones de cultivo fueron: 20 ± 2°C, 4000 lux y aireación continua (Helm et al., 2004). Los cultivos de microalgas fueron cosechados al inicio de la fase de crecimiento estacionario, cuando se obtuvo una densidad celular mayor que 50x106 cél mL-1. La concentración celular se determinó diariamente con un hematocitómetro (0,1 mm de profundidad, con reglilla de Neubauer mejorada, Brighline Optik Labor) y un microscopio compuesto (Leica modelo CME) de acuerdo con Guillard & Sieracki (2005).

Efecto del NaOH sobre la floculación microalgal

Las microalgas cosechadas se colocaron en conos Imhoff graduados de 1 L. Como tratamientos se aplicaron en una sola ocasión, alícuotas de 34; 25,5 y 17 mL de NaOH 0,5N por cada litro del cultivo de microalgas; 0,5N de NaOH que es la concentración mínima recomendada por Nava-Gómez (2014) para obtener mejores tiempos y porcentajes de floculación con Nannochloropsis sp. Los tratamientos se realizaron en triplicado. Cada 10 min, durante 2,5 h, se midió el pH (potenciómetro Hanna, modelo HI98127) y el porcentaje del volumen floculado. Después de las 2,5 h, se evaluó la concentración celular en el sobrenadante y en el precipitado como se mencionó en el apartado anterior. La tasa de floculación se calculó con la siguiente ecuación:

donde TF es la tasa de floculación (%); VFi es el volumen del flóculo inicial; VFƒ es el volumen del flóculo final; y t es el tiempo post-tratamiento en minutos.

Eficiencia de floculación

Con base en los resultados obtenidos en el experimento anterior, se seleccionó el tratamiento de 17 mL de NaOH 0,5N para evaluar la eficiencia de floculación en una cosecha con alta densidad microalgal. Se usó el mismo procedimiento descrito en el apartado anterior. Se midió el pH y la concentración celular antes de aplicar el tratamiento; luego se realizaron las mismas determinaciones en el sobrenadante y el precipitado cada 10 min, durante 1 h. Adicionalmente, se tomaron muestras de la biomasa de microalgas antes y después de la aplicación del tratamiento para determinar el peso seco, mediante el método propuesto por Sorokin (1973). Para calcular la eficiencia de floculación se utilizó la ecuación propuesta por Harith et al. (2009):

donde EF es la eficiencia de floculación en porcentaje; Cƒ es la concentración final de células en suspensión; Ci es la concentración de células en suspensión antes del tratamiento.

Viabilidad de las microalgas contenidas en el sobrenadante

Después de efectuarse el proceso de floculación, se recuperó el sobrenadante y se sembró en matraces de vidrio de 5 L por triplicado. Se emplearon los métodos de cultivo y de determinación del crecimiento de microalgas descritos con anterioridad. La tasa de crecimiento específico (incremento del número de células por día) se usó como indicador para evaluar la viabilidad de los cultivos, calculada con la siguiente ecuación (Odum & Barrett, 2006):

donde TCE es la tasa de crecimiento específico; ln Nt es el logaritmo natural del número de células a un tiempo t; ln No es el logaritmo natural del número de células al tiempo 0 (inoculación); t es la edad del cultivo en días.

Cultivo de rotíferos con el concentrado microalgal

Se usó un concentrado de Nannochloropsis sp. producido mediante la floculación inducida con 17 mL de NaOH 0,5N por litro de cultivo de microalga. Para neutralizar el pH y disgregar los flóculos microalgales, se inyectó CO2 a un flujo 5 L min-1 durante 1,5 min (Nava-Gómez, 2014). Antes de utilizarse como alimento en el cultivo de rotíferos, el concentrado se refrigeró por tres semanas a 2,5 ± 1,5°C. El inóculo de una cepa local del rotífero Brachionus rotundiformis (tipo S, 140 y 110 gm, de largo y ancho de lórica), se obtuvo del Laboratorio de Alimento Vivo del CIAD-Mazatlán. Esta cepa fue aislada de la eclosión de huevos en diapausa presentes en el sedimento de los estanques de una granja de camarón al sur de Sinaloa, México (23°9'10,54"N, 106°18'22,84"W); con el método descrito por Román-Reyes et al. (2014). Para el cultivo de rotíferos se aplicó la técnica por lotes (Hirata, 1980; Lubzens, 1987), que se realizó por triplicado en envases de 15 L a 29°C y 35 de salinidad. La densidad inicial fue de 100 rotíferos mL-1. Diariamente se determinó la densidad de rotíferos mediante conteos con una cámara Sedgwick-Rafter de 1 mL y un microscopio compuesto (Leica modelo CME). Además, se contaron los rotíferos con huevos para calcular el porcentaje de fertilidad diario de la población. La alimentación fue a saciedad, con la aplicación de 6x106 cél mL-1 por día, por cada 100 rotíferos mL-1 (Hino et al., 1997). La ración de alimentación diaria se determinó mediante la siguiente fórmula:

donde RDA es la ración diaria de alimento (mL del concentrado); TO es la tasa óptima para 100 rotíferos mL-1 (6x106cél mL-1); V es el volumen del cultivo (15 L); DC es la densidad celular del concentrado microalgal.

Análisis estadísticos

Para comparar las tasas de floculación obtenidas en los tres tratamientos de hidróxido de sodio en cada tiempo de exposición, los porcentajes del volumen de floculación se transformaron mediante la función raíz arcoseno (Steel & Torrie, 1980). Posteriormente, se probó la homogeneidad de varianzas y normalidad mediante las técnicas de Levine y Kolmogorov-Smirnov, respectivamente. Debido a que los datos no fueron homocedásticos, se aplicó la prueba por rangos de Kruskall-Wallis y de comparaciones múltiples de Dunn (Zar, 2010). Los análisis estadísticos y las funciones de crecimiento se realizaron con el programa SigmaPlot v11.

RESULTADOS

Evaluación del efecto de NaOH como floculante

Los tratamientos de 17 y 34 mL de NaOH 0,5N presentaron diferencias significativas entre sí en las tasas de floculación desde los primeros 10 min posteriores a la aplicación del floculante (Fig. 1). No obstante, ambos tratamientos no presentaron diferencias significativas con el de 25,5 mL de NaOH 0,5N. El pH incrementó de 7,6 (en los tres tratamientos) a 9,9 ± 0,1; 9,8 ± 0,2 y 9,6 ± 0,2; para los tratamientos de 17; 25,5 y 34 mL NaOH 0,5N, respectivamente (P < 0,05). Todos los tratamientos presentaron alta eficiencia de floculación (80 a 90%) al cumplirse 2,5 h de ser aplicado el floculante. En todos los casos, los porcentajes de floculación se ajustaron al modelo logarítmico (17 mL NaOH 0,5N: y = 8,7362 ln (x) + 50,688, r2 = 0,8; 25,5 mL NaOH 0,5N: y = 10,631 ln (x) + 35,143, r2 = 0,9; 34 mL NaOH 0,5N: y = 12,983 ln (x) + 17,468, r2 = 0,9). Las densidades finales de los flóculos fueron 582,6 ± 44,1; 387,3 ± 68,3 y 220,8 ± 13,8 x106 cél mL-1, para los tratamientos de 17; 25,5 y 34 mL de NaOH 0,5N, respectivamente. Sin embargo, durante los primeros 60 min se acumuló más del 70% de la biomasa floculada para los tres tratamientos. No obstante, en el tratamiento de 17 mL de NaOH 0,5N se registró la mayor eficiencia de floculación durante el periodo de observación (91 ± 1%).

 

Figura 1. Tasa de floculación (promedio ± DE) de Nannochloropsis sp.
por efecto de tres tratamientos de NaOH 0,5N en diferentes
tiempos de exposición.

 

Eficiencia de floculación del tratamiento de 17 mL de NaOH 0,5N

La eficiencia de floculación presentó una tendencia lineal con respecto al tiempo (y = 1,3256x + 86,873, r2 = 0,9) (Fig. 2). En los primeros 10 min floculó el 87,4% (densidad del flóculo: 235,5 ± 9,29x106 cél mL-1) y a los 60 min se obtuvo el 94,9% (528,1 ± 19,17x106 cél mL-1). Después de los primeros 10 min posteriores a la aplicación del floculante, se incrementó el pH hasta 9,7 y la temperatura a 23,3°C. Durante los 50 min siguientes, las células continuaron floculando, aunque a un ritmo menor de 1,5 ± 0,9% cada 10 min; asimismo, se presentaron cambios menores de pH (0,01 ± 0,02) y temperatura (0,10 ± 0,13°C). El peso seco de la fracción floculada a 24 h después del tratamiento fue de 11,94 g L-1, que corresponde a la densidad de 1166,1x106 cél mL-1.

 

Figura 2. Eficiencia de floculación con el tratamiento 17 mL de
NaOH 0,5N para cada litro de cosecha de Nannochloropsis sp.
a alta densidad (promedio ± DE; n = 3).

 

Viabilidad microalgal del sobrenadante

Los cultivos iniciados con un inóculo obtenido del sobrenadante fueron viables y presentaron un crecimiento exponencial en su concentración celular (y = 1,2938 e0,342x, r2 = 0,9). Al finalizar los 9 días de cultivo se alcanzó una densidad de 24,15 ± 3,19x106 cél mL-1 (Fig. 3).

 

Figura 3. Crecimiento poblacional de Nannochloropsis sp. en cultivos
iniciados con inóculo obtenido del sobrenadante (promedio ± DE; n = 3)

 

Crecimiento poblacional de rotíferos

El concentrado de Nannochloropsis sp. tuvo una densidad de 355,7x106 cél mL-1 y un peso seco de 2,03 g L-1. El concentrado no presentó grumos después de la neutralización y disgregación. Los rotíferos alimentados con la biomasa concentrada por floculación duplicaron la población inicial al cuarto día de cultivo. Al sexto día, se alcanzó una densidad de 250,2 ± 12,9 rotíferos mL-1. La fertilidad alcanzó valores máximos cercanos al 30% en el primer día y un promedio de 13,5 ± 5,8% durante los seis días de cultivo. El crecimiento poblacional del cultivo de rotíferos fue exponencial (y = 104,7 e0,1595x, r2 = 0,9) (Fig. 4).

 

Figura 4. Crecimiento poblacional de B. rotundiformis alimentado con
biomasa concentrada de Nannochloropsis sp. obtenida mediante
floculación inducida por NaOH 0,5N (promedio ± DE; n = 3).

 

DISCUSIÓN

En general, los ensayos para evaluar la floculación de microalgas se realizan con bajas densidades celulares (e.g., con Nannochloropsis sp.: Knuckey et al., 2006 [10-20x106 cél mL-1]; Nava-Gómez, 2014 [39,66x106 cél mL-1]; Low y Toledo, 2015 [4,55x106 cél mL-1]). En el presente trabajo se utilizaron cosechas con 55,1 y 52,3x106 cél mL-1 (experimentos 1 y 2, respectivamente), que son concentraciones habituales de Nannochloropsis sp. en producciones comerciales. Los resultados del primer experimento muestran que a mayor cantidad de NaOH 0,5N, menor fue el efecto floculante en una cosecha densa de Nannochloropsis sp. De las tres cantidades de NaOH probadas (34; 25,5 y 17 mL NaOH 0,5N), 17 mL NaOH presentó el mayor porcentaje de floculación (90%). Por lo tanto, para una cosecha densa de Nannochloropsis sp., 17 mL de NaOH 0,5N es suficiente para lograr un punto isoeléctrico (pH 9,9) en menor tiempo (60 min).

Esto permite confirmar que el efecto del floculante está en función de la densidad celular, como fue establecido por Schlesinger et al. (2012). En todos los casos, el proceso de floculación se efectuó a pH menor de 10. Lo anterior contrasta con lo establecido por Folkman & Wachs (1973), quienes señalaron que la floculación de microalgas por agentes alcalinos se inicia a valores de pH >10 y que sólo se completa a pH 11. Por otra parte, Nava-Gómez (2014) logró altos porcentajes de floculación (>90%) de Nannochloropsis sp. con NaOH 0.5N, a pH entre 9,74 y 9,94; aunque no se especificó la cantidad de NaOH utilizada. De la misma forma, Vandamme et al. (2012) indujeron floculación de Chlorella vulgaris con 22 mg L-1 de NaOH y un pH = 10,5.

Los resultados del segundo experimento, muestran que la aplicación de 17 mL de NaOH 0,5N incrementó el pH a 9,7 en una cosecha densa de Nannochloropsis sp. y generó un floculación del 94,9%. Este resultado se debió a una disminución en el potencial zeta por aumento del pH, lo que produce la neutralización de la carga superficial de las células y por consecuencia su floculación (Wu et al., 2012; Shen et al., 2013). Resultados similares fueron reportados por Horiuchi et al. (2003) con Dunaliella tertiolecta. Estos autores obtuvieron una rápida floculación al adicionar NaOH al medio de cultivo, entre valores de pH 8,6 y 10,5 e indicaron una recuperación de la biomasa celular mayor al 90%. También, Besson & Guiraud (2013) señalan que inducir un incremento de pH por adición de NaOH en el cultivo de Dunaliella salina permite obtener alta eficiencia de recuperación (>90%). Mientras que, Ghidini et al. (2009) sugieren que el incremento de pH en el medio de cultivo de N. oculata y Phaeodactylum tricornutum es un método adecuado para recuperar la biomasa celular en suspensión.

Los resultados de la presente investigación sugieren que el tiempo de exposición al agente floculante afecta la eficiencia de floculación. El tiempo requerido para una alta eficiencia de floculación de Nannochloropsis sp. con 17 mL de NaOH 0,5N fue tres veces menor que el tiempo reportado por Surendhiran & Vijay (2013) para alcanzar la máxima floculación (93,80%) de N. oculata con FeCl3 como floculante. En resumen, los resultados de los dos experimentos de floculación permiten demostrar que el NaOH usado como floculante único, puede ser un agente de floculación eficaz de la biomasa de Nannochloropsis sp., como lo propone Schlesinger et al. (2012).

Por otra parte, se registró un crecimiento exponencial en la concentración de los cultivos de microalgas inoculados con en el sobrenadante obtenido como subproducto de floculación de Nannochloropsis sp. Lo anterior fue también señalado por Wu et al. (2012) quienes propusieron que el uso del sobrenadante puede contribuir a la reducción de los costos de producción de microalgas para biodiesel. Por su parte, Besson & Guiraud (2013) plantearon aprovechar el sobrenadante como inóculo para iniciar nuevos cultivos. No obstante, esta medida no siempre es posible. Brown & Robert (2002) mencionan que los cambios de pH por efecto de floculación pueden provocar estrés químico en las células de microalgas volviédose perjudicial para algunas especies. Por ejemplo, Surendhiran & Vijay (2013) observaron lisis en N. oculata al aplicar sulfato de aluminio a 0,4 g L-1 como floculante, en incubación por 480 min. Igualmente, Blanchemain & Grizeau (1999) notaron un cambio de marrón a verde en la biomasa de Skeletonema costatum después de 1 h de incubación a pH 10,2, ajustado con HCl o NaOH (0,5 M). Esto probablemente está relacionado con el tipo de floculante, tiempo de exposición y características celulares de cada especie de microalga.

Con respecto al uso como alimento para rotíferos del concentrado de Nannochloropsis sp. obtenido por floculación, se logró un cultivo de B. rotundiformis que alcanzó una densidad de 250,2 ± 12,9 rotíferos mL-1 al sexto día. La fertilidad alcanzó valores máximos cercanos al 30% en el primer día, con un promedio de 13,5 ± 5,8%. El concentrado de Nannochloropsis sp. fue conservado adecuadamente por tres semanas a temperatura de 2,5 ± 1,5°C antes de utilizarse como alimento para rotíferos. Esto confirma lo mencionado por Low & Toledo (2015), quienes concluyeron que los concentrados de N. oculata almacenados entre 0 y 5°C durante 16 semanas, permanecen viables para su aplicación como alimento, "agua verde" y otros usos en laboratorios acuícolas de larvas de moluscos y peces.

La viabilidad como alimento de los concentrados microalgales, sujetos a procesos de floculación y conservación a bajas temperaturas, es atribuido a que no se modifica su composición bioquímica (Heasman et al., 2000; Guevara et al., 2011). Sin embargo, de acuerdo con Brown & Robert (2002), esto parece depender de la especie, ya que en cinco especies de microalgas (ninguna Nannochloropsis sp.) se encontró aproximadamente la mitad del porcentaje de carbohidratos en comparación con la microalga fresca. La disminución de carbohidratos ocurrió rápidamente después de almacenar los concentrados en oscuridad. Brown & Robert (2002) atribuyen esta disminución a la respiración en fase oscura de las células. Sin embargo, en las aplicaciones acuícolas la importancia de la reducción de los carbohidratos es limitada debido a que estos compuestos no revisten mayor interés nutricional para la alimentación de rotíferos. La información sobre la composición bioquímica de los concentrados de Nannochloropsis sp. por efecto de floculación para fines acuícolas es escasa (Low & Toledo, 2015), en comparación con lo realizado para obtención de biodiesel (Malakootian et al., 2015).

Respecto al cultivo de rotíferos con concentrados microalgales, un concentrado de Nannochloropsis sp. cultivado con medio f/2 fue comparado por Nava-Gómez (2014) con concentrados de la misma cepa cultivados con fertilizantes agrícolas. Este autor obtuvo la mayor densidad (226 rotíferos mL-1) e índice de fertilidad (1,15 ± 0,18) de Brachionus plicatilis al utilizar el concentrado de Nannochloropsis sp. cultivada con medio f/2. No obstante, la tasa de alimentación suministrada por Nava-Gómez (2014) fue de 150x103 células por rotífero por día, lo cual es más del doble de la ración proporcionada en la presente investigación con la misma microalga (60x103 rotífero día-1). Por otra parte, Guevara et al. (2011) no encontraron diferencias entre el crecimiento de cultivos de rotíferos (B. plicatilis) con pasta de Rhodomonas salina (320 rotíferos mL-1) generadas por centrifugación o floculación con quitosano.

Otras ventajas, para las aplicaciones acuícolas de los concentrados obtenidos por este método es que el alto pH de la floculación alcalina, minimiza la carga bacteriana de la biomasa de microalgas, así como la del agua del proceso (Huo et al., 2014). Además, al descartar el agua del proceso se minimiza la carga de compuestos y materia orgánica que afectan los cultivos de rotíferos (Yoshimura et al., 1997). También, el uso de CO2 para neutralizar el efecto en el pH por la adición de NaOH evita la aplicación de ácidos en el concentrado microalgal para el mismo fin como se señala en otros trabajos (Brown & Robert, 2002; Knuckey et al., 2006; Guevara et al., 2011).

CONCLUSIONES

Las cantidades probadas de NaOH 0,5N (17; 25,5 y 34 mL) presentaron porcentajes de floculación mayores al 80%. Sin embargo, con 17 mL de NaOH 0,5N aplicados en cosechas densas de Nannochloropsis sp., se puede lograr alta eficiencia en la recuperación de la biomasa celular (94,9%) a bajo pH (9,7) y en un lapso corto (<60 min). La viabilidad de las microalgas en el sobrenadante y la utilidad del concentrado para la alimentación de rotíferos, confirman que como agente floculante único, el NaOH 0,5N es conveniente para producir concentrados de Nannochloropsis sp.

AGRADECIMIENTOS

Los autores agradecen el soporte técnico brindado por la Planta de Peces Marinos CIAD-Unidad Mazatlán para lograr el objetivo de la presente investigación.

 

REFERENCIAS

Apt, K.E. & P.W. Behrens. 1999. Commercial developments in microalgal biotechnology. J. Phycol., 35(2): 215-226.         [ Links ]

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Received: 24 December 2015;
Accepted: 2 May 2016

 

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