SciELO - Scientific Electronic Library Online

 
vol.10 número2Adhesivos de cianoacrilato en cirugía oral y maxilofacialBond strength and adhesive remnant index of experimental brackets bonded with self-adhesive resin cement índice de autoresíndice de materiabúsqueda de artículos
Home Pagelista alfabética de revistas  

Servicios Personalizados

Revista

Articulo

Indicadores

Links relacionados

  • En proceso de indezaciónCitado por Google
  • No hay articulos similaresSimilares en SciELO
  • En proceso de indezaciónSimilares en Google

Compartir


Revista clínica de periodoncia, implantología y rehabilitación oral

versión On-line ISSN 0719-0107

Rev. Clin. Periodoncia Implantol. Rehabil. Oral vol.10 no.2 Santiago ago. 2017

http://dx.doi.org/10.1016/j.piro.2016.08.001 

TRABAJO DE INVESTIGACIÓN

Influencia de la presión de oxígeno ambiental sobre la regeneración ósea guiada

Influence of ambient oxygen pressure on guided bone regeration

Víctor Chumpitaz-Cerrate1 

César Franco-Quino1 

Elías Aguirre-Siancas1 

Adrián Mallma-Medina1 

Cecilia Rodríguez-Vargas1 

Yuri Castro-Rodríguez2 

1 Cátedra de Fisiología y Farmacología, Facultad de Odontología, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Perú

2 Cirujano Dentista, Práctica privada, Lima, Perú

RESUMEN:

Objetivo:

Evaluar la influencia de la variación en la presión de oxígeno ambiental sobre la regeneración ósea guiada en cobayos.

Material y método:

Treinta y dos cobayos machos de 750±50g de peso fueron asignados en 2 grupos de 16 integrantes cada uno (grupo A: trabajado a 150msnm en la ciudad de Lima y a presión de oxígeno de 157mmHg; grupo B: trabajado a 3.230msnm en la ciudad de Jauja y a presión de oxígeno de 107mmHg). En ambos grupos se indujeron defectos óseos mandibulares de 5×6mm a través de un acceso quirúrgico extraoral; a 8 cobayos de cada grupo se les recubrió el defecto con una membrana de colágeno reabsorbible de origen porcino, mas al resto de animales no. Se evaluó el conteo celular de osteoblastos y osteocitos a los 15 y 30 días postoperatoriamente.

Resultados:

A los 15 y a los 30 días, en los grupos trabajados en altura y en los que se aplicó la membrana, la cantidad de osteoblastos fue 71±12,1 cél/camp y 83±7,2 cél/camp respectivamente, y la de osteocitos fue 34,5±6,6 cél/camp y 25±7,6 respectivamente; siendo estos grupos, en todas las comparaciones, los que tuvieron mayor cantidad de células óseas, aunque sin ser diferencias estadísticamente significativas (p>0,05).

Conclusión:

Se encontró tendencia a formar mayor cantidad de células óseas en las muestras tratadas con regeneración ósea y expuestas a la altitud comparados con el nivel del mar.

PALABRAS: CLAVE: Oxígeno; Regeneración ósea; Hipoxia celular; Factor 1 inducible por hipoxia.

ABSTRACT:

Objective:

To evaluate the influence of the variation in ambient oxygen pressure on guided bone regeneration in guinea pigs.

Material and method:

A total of 32 male guinea pigs weighing 750±50g were assigned into two groups of 16 (group A: studied at 150 metres above sea level in the city of Lima and oxygen pressure of 157mmHg; group B: was at 3230 meters above sea level in the city of Jauja and an oxygen pressure of 107mmHg). Bone defects of 5×6mm were induced in the jaw in both groups through extra-oral surgical access. The defect in 8 guinea pigs of each group were covered with a porcine resorbable collagen membrane, but not in the other animals. The osteoblast and osteocyte cell counts were evaluated at 15 and 30 days post-operatively.

Results:

At 15 and 30 days, in the groups studied at height and with the membrane applied, the osteoblast count was 71±12.1 cells/field, and 83±7.2 cells/field, respectively, and an osteocyte count of 34.5±6.6 cells/field, and 25±7.6 cells/field, respectively. These groups had a higher number of bone cells in all the comparisons, but there were no statistically significant differences (P>.05).

Conclusion:

There was a tendency to form a greater amount of bone cells was found in the samples treated with bone regeneration and exposed to altitude compared to those at sea level.

KEYWORDS: Oxygen; Bone regeneration; Cell hypoxia; Hypoxia inducible factor-1

INTRODUCCIÓN

El tejido óseo está constituido por un conjunto de células y por una matriz extracelular calcificada. En condiciones basales dichos componentes se encuentran en constante mecanismo de remodelación: formación y resorción1. Durante una intervención quirúrgica sobre el tejido óseo, como por ejemplo en una osteotomía, predominan los mecanismos de formación debido a la necesidad de una recuperación eficaz, desempeñando las células osteoprogenitoras y los osteoblastos un rol fundamental durante el proceso de cicatrización y de reparación ósea2. El maxilar y la mandíbula y los rebordes alveolares relacionados con ellos son blancos de diversas alteraciones que pueden ser ocasionadas por traumatismos, por progresión de una enfermedad periodontal o por avance de tumores benignos y/o malignos; debido a ello la reparación y reconstrucción de los defectos óseos ha sido tema de investigación desde los años 70, durante los cuales surgen las técnicas de regeneración tisular guiada y de regeneración ósea guiada (ROG) 3. Estas técnicas involucran el empleo de una membrana de barrera para promover la repoblación selectiva del defecto óseo por células que migran del tejido conectivo del ligamento periodontal y del hueso relacionado, en lugar de células del tejido gingival y/o epitelial4-6. Estas células migrantes presentan una capacidad oclusiva que evita la entrada del tejido conectivo fibroso, protegen la herida contra una posible invasión bacteriana y proveen un espacio suficiente en el que el tejido inicie adecuadamente su neoformación7.

Diversos factores locales y sistémicos influyen en la repoblación celular dentro del defecto óseo; uno de estos factores es la disposición de oxígeno tisular en el tejido lesionado8. La hipoxia local es un factor crítico en diversas condiciones médicas que afectan al hueso y al cartílago; así, en condiciones experimentales, las células estromales de médula ósea humana se adaptan eficientemente a los ambientes con baja cantidad de oxígeno por un mecanismo de adaptación de su expresión génica y metabólica hacia las condiciones hipóxicas, lo que resulta en un incremento de la proliferación y diferenciación9, donde están involucradas diversas moléculas como el factor inducible por hipoxia (HIF) y el factor de crecimiento del endotelio vascular (VEGF), entre otros8,10-12.

Debido a que la relación entre la hipoxia tisular y el metabolismo óseo aún está en proceso de entendimiento, y existiendo resultados dispares al relacionar estas variables12-15, la presente investigación evaluó el efecto de la presión de oxígeno ambiental sobre la regeneración ósea guiada en cobayos expuestos a 157mmHg (150msnm, al nivel del mar) y a 107mmHg (3.320msnm, al nivel de Los Andes) evaluados a los 15 días y a los 30 días.

MATERIAL Y MÉTODOS

Diseño y población del estudio

Estudio preclínico experimental donde se emplearon 32 cobayos machos de 750±50g de peso, nativos del nivel del mar, que fueron ambientados por 7 días en el Bioterio de la Facultad de Medicina de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos. Los cobayos estuvieron a una temperatura ambiente entre 19° a 22° C, con una humedad de 40% a 50%, en períodos de luz/oscuridad de 12h alternadas iniciando a las 8a.m., con agua y alimentación balanceada ad libitum, acorde a las recomendaciones de la guía ética para animales de experimentación: Guide for the care and use of laboratory animals16. El tamaño de la muestra se determinó tomando como referencia estudios donde se trabaja con variables y material biológico similar al empleado en esta investigación12,17.

Maniobra

Luego de la semana de ambientación, los cobayos fueron asignados en 2 grupos de 16 integrantes cada uno: el grupo A fue trabajado en la ciudad de Lima (150msnm), a una presión de oxígeno ambiental de 157mmHg; este grupo fue el control al considerar la presión de oxígeno al nivel del mar como el parámetro basal, y fue mantenido en el Bioterio de la Facultad de Medicina de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos. El grupo B fue trasladado a la ciudad de Jauja (3.320msnm), a una presión de oxígeno ambiental de 107mmHg, y fueron alojados en el Instituto Veterinario de Investigaciones Tropicales y de Altura-Mantaro de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (IVITA-Mantaro).

Intervención

Todos los cobayos fueron sometidos a anestesia general con pentobarbital (Halatal®) administrado a dosis de 1ml/2,5kg por vía intraperitoneal. Luego se realizó una incisión extraoral de 15mm desde el ángulo mandibular derecho hacia adelante. Luego del decolado a espesor total con legras P24g se procedió a realizar la osteotomía con una fresa quirúrgica de carburo de 1mm de diámetro. La osteotomía fue extendida hasta crear defectos de forma rectangular de 5×6mm. En 8 cobayos de cada grupo se colocó la membrana de colágeno reabsorbible (matriz de colágeno de origen porcino) y luego se procedió a la reposición de los tejidos y suturar (puntos simples desde el plano profundo hasta el plano superficial con ácido poliglicólico 5-0 agujas cortantes). En los 08 cobayos restantes de cada grupo no se colocó membrana y luego se procedió a la reposición de los tejidos y sutura.

Registro y análisis de las variables

A los 15 días de realizado el procedimiento quirúrgico se seleccionaron de cada grupo 4 cobayos con membrana y 4 cobayos sin membrana, que inmediatamente fueron sacrificados. A los 30 días de realizada la cirugía se sacrificó a los restantes cobayos de cada grupo. Todos los cobayos fueron sacrificados por sobredosis de pentobarbital (1ml/250g por vía intraperitoneal), luego se procedió a su decapitación y las cabezas fueron desecadas para el posterior análisis histológico de las zonas intervenidas. El análisis histológico estuvo focalizado en el número de osteoblastos y osteocitos, para lo cual se prepararon láminas histológicas coloreadas con hematoxilina-eosina. Para la medición celular se procedió a identificar, específicamente, la zona intervenida mediante microscopia; luego se observó 3 campos de dicha zona tomados al azar; esto se realizó en cada una de las láminas obtenidas de cada cuy. De las 3 observaciones se obtuvo la media, la cual fue el número de osteocitos para dicho cuy12.

Análisis de datos

Los análisis estadísticos se realizaron con el programa SPSS versión 23. Los resultados se expresan utilizando la media y desviación estándar. La normalidad fue determinada por las pruebas Shapiro-Wilk y Kolmogorov-Smirnov. Dada la normalidad de los datos y la homocedasticidad se utilizó la prueba «t» de Student para muestras independientes en las comparaciones realizadas. El nivel de significación considerado fue de 0,05.

Resultados

A nivel del mar el conteo de osteoblastos a los 15 días de posoperatorio para el grupo con membrana fue de 62±12,4 cél/camp, mientras que para el grupo sin membrana fue de 27±5,6 cél/camp. En la altura, a los 15 días de control, el conteo de osteoblastos fue de 71±12,1 para el grupo con membrana y de 36,5±5,7 para el grupo sin membrana. La cantidad de osteocitos para el grupo con membrana fue de 29,5±6,9 y de 14,5±4,2 para el grupo sin membrana (tabla 1, fig. 1).

Tabla 1 Conteo celular a los 15 días 

p>0.05, t de student para grupos independientes.

Figura 1 Microfotografía de zona representativa del grupo al nivel del mar con membrana a los 15 días.Microfotografía con aumento de 400×, coloración H-E. Se observa tejido conectivo de granulación con fibroblastos, células osteoprogenitoras y neovasos; formación de trabéculas óseas, osteoblastos y osteocitos 

En la segunda evaluación realizada a los 30 días posteriores al procedimiento quirúrgico, la diferencia celular fue menos notoria, pero igualmente favoreció a los animales intervenidos en la altura a 3.320msnm (107mmHg) (tabla 2, fig. 2). Sin embargo, en todas las comparaciones realizadas no se encontraron diferencias estadísticas.

Tabla 2 Conteo celular a los 30 días 

p>0.05, t de student para grupos independientes.

Figura 2 Microfotografía de zona representativa del grupo en altura con membrana a los 15 días.Microfotografía con aumento de 400×, coloración H-E. Se observa tejido conectivo de granulación con fibroblastos, fibras colágenas, células osteoprogenitoras, osteoblastos y osteocitos. 

DISCUSIÓN

En la presente investigación, en el control realizado a los 15 días, encontramos una mayor cantidad de osteoblastos y osteocitos en el grupo trabajado en altura (con y sin membrana) en comparación con el grupo trabajado a nivel del mar (con y sin membrana). Estos resultados son similares a lo reportado por Aguirre12, quien concluyó que la presión de oxígeno ambiental influyó en la formación ósea a los 15 días posteriores a la cirugía, mejorando la proliferación de osteocitos en el grupo trabajado en altura en comparación con el grupo trabajado al nivel del mar; sin embargo, en la referencia reportada compararon la formación posterior, pero sin colocación de membrana de colágeno, y sí existieron diferencias estadísticas, pero en el presente trabajo dicha significación no fue encontrada.

En el control realizado a los 30 días encontramos una mayor cantidad de osteoblastos en el grupo trabajado en altura con membrana en comparación con el grupo trabajado a nivel del mar con membrana, pero al comparar la cantidad de osteocitos entre ambos grupos se encontró prácticamente el mismo número de células. Igualmente la diferencia entre la cantidad de osteoblastos y de osteocitos, entre los grupos trabajados en altura sin membrana y a nivel del mar sin membrana, favorecieron ligeramente al grupo expuesto a 107mmHg (3320msnm). Estos resultados son similares a lo reportado por Aguirre12, quien también reportó que dichas diferencias no fueron estadísticamente significativas, coincidiendo con los resultados estadísticos del presente estudio.

A pesar de no encontrarse diferencias estadísticamente significativas en todas las comparaciones realizadas, la cantidad de las células evaluadas, en el proceso de regeneración ósea guiada, favoreció siempre a los cobayos expuestos a 107mmHg (3320msnm), tanto a los 15 días como a los 30 días. Se considera que el motivo principal de esta tendencia es que la menor hipoxia tisular en la zona lesionada, en el grupo expuesto a 107mmHg de oxígeno ambiental, lograría estabilizar diversas moléculas que favorecen el metabolismo óseo; donde destaca nítidamente el HIF, cuya subunidad citosólica (HIF-α) logra mayor expresión en tejidos donde la concentración de oxígeno desciende por debajo de 5%10,18,19. Así se ha encontrado que la sobreexpresión genética de HIF-1 alfa en osteoblastos maduros de roedores ha reportado mejoras en la formación ósea y la angiogénesis en un modelo de distracción osteogénica; mientras los osteoblastos que carecen de HIF-1 alfa fueron incapaces de unir la brecha de la distracción13. Además, la carencia de HIF-1 alfa y/o HIF-2 alfa en osteoblastos demuestra una significativa disminución en el volumen óseo, así como en la formación de vasos sanguíneos. Estos datos revelan el rol central de la señalización HIF en osteoblastos para el mantenimiento de la homeostasis ósea y para promover la vascularización esquelética20,21, destacando también dentro de este rol regulador del metabolismo positivo del tejido óseo a la anexina A2 (ANXA2) y el factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF)(18,22), siendo, probablemente, el factor el VEGF la molécula más importante de la vía corriente abajo del HIF, debido a su decisiva implicación en el proceso de osteogénesis, de forma directa al activar a las células osteoblásticas o de forma indirecta mediante su potente acción angiogénica, pero a medida que van transcurriendo los días dicho proceso tiende a normalizar el suministro de oxígeno en ambos grupos de animales, y las diferencias en el conteo celular encontradas a los 15 días van disminuyendo a los 30 días12,23,24.

CONCLUSIONES Y PERSPECTIVAS FUTURAS

Por los resultados de los estadígrafos empleados en el presente estudio, no se puede afirmar que las diferencias encontradas se deban a la variación en la presión de oxígeno ambiental; sin embargo, al hallarse una tendencia hacia una mejor regeneración ósea guiada en el grupo trabajo en la altitud sería recomendable realizar más investigaciones sobre la variables propuestas, mediante otros diseños, con otros modelos animales o con diferentes tiempos de evaluación, para definir si dichas tendencias llegan a ser significativas.

Bibliografía

1. Gartner L, Hiatt J. Histología básica. Barcelona: Elsevier; 2011.p. 84-9. [ Links ]

2. Gomez de Ferraris M, Campos Muñoz A. Embriología, histología e ingeniería tisular bucodental. México DF: Editorial Médica Panamericana; 2009. p. 381-7. [ Links ]

3. Melcher AH. On the repair potential of periodontal tissues. J Periodontol. 1976;47:2256-60. [ Links ]

4. Melcher AH, McCulloch CAG, Cheong T, Nemeth E, Sigha A. Cells from bone synthesize cementum-like and bone-like tissue in vitro and may migrate into periodontal ligament in vivo. J Periodont Res. 1987;22:246-7. [ Links ]

5. Lang N. Focus on intrabony defects-conservative therapy. Periodontol 2000. 2000;22:51-8. [ Links ]

6. Sculean A, Nikolidakis D, Schwarz F. Regeneration of periodontal tissues: Combinations of barrier membranes and grafting materials-biological foundation and preclinical evidence. A systematic review. J Clin Periodontol. 2008;35 Suppl 8:106-16. [ Links ]

7. Silvestri M, Rasperini G, Milani S. 120 infrabony defects treated with regenerative therapy: Long term results. J Periodontol .2011;82:668-75. [ Links ]

8. Aguirre E. Influencia de la hipoxia sobre el metabolismo óseo. Rol central del factor inducible por hipoxia. Ann Fac Med.2013;74:321-5. [ Links ]

9. Fábián Z, Ramadurai S, Shaw G, Nasheuer H, Kolch W, Taylor C, et al. Basic fibroblast growth factor modifies the hypoxic response of human bone marrow stromal cells by ERK-mediated enhancement of HIF-1 _ activity. Stem Cell Res. 2014;12:646-58. [ Links ]

10. Semenza GL. Regulation of oxygen homeostasis by hypoxia-inducible factor 1. Physiology. 2009;24:97-106. [ Links ]

11. Tang W, Yang F, Li Y, de Crombrugghe B, Jiao H, Xiao G, et al.Transcriptional regulation of vascular endothelial growth factor(VEGF) by osteoblast-specific transcription factor osterix (Osx) in osteoblasts. J Biol Chem. 2012;287:1671-8. [ Links ]

12. Aguirre-Siancas EE. Influencia de la variación de la presión de oxígeno ambiental en la formación ósea en cuyes nativos del nivel del mar. Ann Fac Med . 2014;75:125-9. [ Links ]

13. Razban V, Sahebqadam A, Khoshdel A. HIF-1 α overexpression induce angiogenesis in mesenchymal stem cells. Biores Open Access. 2012;1:174-83. [ Links ]

14. Villarruel S, Boehm C, Pennington M, Bryan J, Powel K, Muschlen G. The effect of oxygen tension on the in vitro assay of human osteoblastic connective tissue progenitor cells. J Orthop Res. 2008;26:1390-7. [ Links ]

15. Wang Y, Li J, Wang Y, Lei L, Jiang CH, An S, et al. Effects of hypoxia on osteogenic differentiation of rat bone marrow mesenchymal stem cells. Mol Cell Biochem. 2012;362:25-33. [ Links ]

16. Guide for the care and use of laboratory animals. Washington D.C.: National Academy Press; 2010. [ Links ]

17. Baldo H, Lima A, Monti L, Pires A. Estudio histológico comparativo de la reparación ósea entre hueso alveolar en los cerdos sometidos a osteotomía con alta y baja velocidad, con refrigeración líquida. Rev Esp Cir Oral Maxilofac. 2012;34:18-24. [ Links ]

18. Stegen S, van Gastel N, Carmelie G. Bringing new life to dama-ged bone: The importance of angiogenesis in bone repair andre generation. Bone. 2015;70:19-27. [ Links ]

19. Chia-Hsin L, Yu-Han C, Shih-Yeh L, Kuei-Chang L, Yu-Chen H.Recent progresses in gene delivery-based bone tissue engineering. Biotechnol Adv. 2013;31:1695-706. [ Links ]

20. Komatsu DE, Hadjiargyrou M. Activation of the transcription fac-tor HIF-1 and its target genes: VEGF, HO-1, iNOS, during fracture repair. Bone . 2004;34:680-8. [ Links ]

21. Zhao Q, Shen X, Zhang W, Zhu G, Qi J, Deng L. Mice with increased angiogénesis and osteogenesis due to conditional activation of HIF pathway in osteoblasts are protected from ovariectomy induced bone loss. Bone . 2012;50:763-70. [ Links ]

22. Genetos DC, Wong A, Watari S, Yelowley CE. Hypoxia increases Annexin A2 expression in osteoblastic cells via VEGF and ERK. Bone . 2010;47:1013-9. [ Links ]

23. Götz W, Reichert C, Canullo L, Jäger A, Heinemann F. Coupling of osteogenesis and angiogenesis in bone substitute healing-Abrief overview. Ann Anatomy. 2012;194:171-3. [ Links ]

24. Wang C, Huang K, Sun Y, Yang Y, Ko J, Weng L, et al. VEGF modulates angiogenesis and osteogenesis in shockwave-promoted fracture healing in rabbits. J Surg Res. 2011;171:114-9 [ Links ]

1RESPONSABILIDADES ÉTICAS Protección de personas y animales Los autores declaran que los procedimientos seguidos se conformaron a las normas éticas del comité de experimentación humana responsable y de acuerdo con la Asociación Médica Mundial y la Declaración de Helsinki. Confidencialidad de los datos Los autores declaran que han seguido los protocolos de su centro de trabajo sobre la publicación de datos de pacientes. Derecho a la privacidad y consentimiento informado Los autores han obtenido el consentimiento informado de los pacientes y/o sujetos referidos en el artículo. Este documento obra en poder del autor de correspondencia.

Recibido: 25 de Marzo de 2016; Aprobado: 31 de Agosto de 2016

*Correspondencia a:yuricastro_16@hotmail.com

CONFLICTO DE INTERESES Los autores no mostraron ningún tipo de conflicto de intereses

Creative Commons License Este es un artículo publicado en acceso abierto bajo una licencia Creative Commons